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Oct 20, 2023

polydactylie

npj médecine régénérative

npj Regenerative Medicine volume 7, Article number: 71 (2022) Citer cet article

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Les thérapies cellulaires allogéniques ne sont pas pleinement efficaces dans le traitement de l'arthrose du genou (OAK). Nous avons récemment rapporté que la transplantation de feuilles de cellules de chondrocytes autologues associée à une ostéotomie tibiale haute à coin ouvert favorisait la réparation du cartilage hyalin chez l'homme. Nous décrivons ici notre thérapie régénérative pour OAK utilisant des feuilles de cellules de chondrocytes allogéniques dérivées de la polydactylie (feuilles PD) et des inserts de culture sensibles à la température. Dix patients avec des défauts OAK et du cartilage classés par arthroscopie comme Outerbridge grade III ou IV ont reçu le traitement. La viscoélasticité et l'épaisseur du cartilage ont été évaluées avant et après la transplantation. Les biopsies arthroscopiques obtenues 12 mois après la transplantation ont été analysées histologiquement. L'expression des gènes a été analysée pour évaluer les feuilles PD. Dans cette petite série longitudinale initiale, la greffe de feuille PD était efficace dans le traitement de OAK, comme l'indiquent les modifications des propriétés du cartilage. Les ensembles de marqueurs génétiques dans les feuilles de PD peuvent prédire les résultats après le traitement et fournir des marqueurs pour la sélection des cellules du donneur. Cette chirurgie combinée peut être une thérapie régénérative idéale avec des effets modificateurs de la maladie chez les patients OAK.

L'arthrose (OA) est la cause la plus fréquente de perte de mobilité et la forme la plus répandue de maladie musculo-squelettique dans le monde1,2. L'arthrose affecte négativement la qualité de vie, la productivité du travail et le coût des soins de santé. Nous avons récemment rendu compte de nos recherches cliniques sur les effets de la chirurgie combinée et de la greffe de feuillets cellulaires de chondrocytes autologues dans l'OA3. Aucun événement indésirable grave lié à la chirurgie combinée n'a été observé pendant le traitement et la période de suivi, et une excellente régénération de la surface articulaire avec du cartilage hyalin a été confirmée lors de la chirurgie arthroscopique de contrôle. Tous les échantillons de biopsie de cartilage régénéré ont révélé une forte coloration pour la safranine O et l'expression du collagène de type II (COL2). Le score des résultats des blessures au genou et de l'arthrose (KOOS) et le score du genou Lysholm (LKS) se sont améliorés de manière significative après la chirurgie, et ces améliorations se sont maintenues pendant plus de 3 ans. Cependant, la greffe de feuilles de cellules de chondrocytes autologues présente plusieurs limites. Par exemple, la chirurgie arthroscopique, qui nécessite le prélèvement de tissus cartilagineux et synoviaux, est nécessaire avant la transplantation ; les cellules récoltées et leurs propriétés diffèrent entre les individus et sont parfois récoltées en nombre insuffisant pour fabriquer des feuillets cellulaires, et des anomalies chromosomiques sont souvent trouvées dans les cellules obtenues à partir de patients âgés souffrant d'arthrose du genou (OAK). Compte tenu de ces limitations et du fait que le cartilage articulaire est immunotolérant, nous considérons l'utilisation de feuilles de cellules allogéniques comme une option viable pour éviter la nécessité de récolter des tissus.

Les cellules souches mésenchymateuses (CSM) allogéniques, les cellules souches dérivées du tissu adipeux et les cellules souches du cordon ombilical sont souvent utilisées dans les essais cliniques sur les traitements de l'OAK. Cependant, la plupart de ces méthodes font appel à des thérapies cellulaires par injection intra-articulaire. Ces thérapies tendent à obtenir une amélioration temporaire des symptômes non pas mais une reconstruction structurelle ou la production de cartilage hyalin natif. L'augmentation récente de l'utilisation de stratégies cellulaires pour la réparation du cartilage a généré un besoin urgent de sources de cellules puissantes et sûres prêtes à l'emploi. Nous nous sommes concentrés sur la chirurgie de polydactylie comme moyen d'obtenir des échantillons de tissus en tant que sources de cellules allogéniques et avons réussi à fabriquer des feuilles de cellules de chondrocytes allogéniques dérivées de la polydactylie (feuilles PD) à l'aide d'inserts de culture sensibles à la température4,5. Récemment, Kondo et al. ont rapporté l'innocuité et l'efficacité précliniques de feuillets de chondrocytes dérivés de cartilage juvénile d'origine polydactylie in vitro et in vivo à l'aide d'un modèle de défaut ostéochondral focal chez le rat6. Les chondrocytes PD prolifèrent rapidement, établissent une structure en couches avec une matrice extracellulaire suffisante et forment des feuilles facilement manipulables. Bien que le nombre de feuilles de chondrocytes autologues pouvant être fabriquées soit limité4, théoriquement, plus de 600 feuilles de PD peuvent être fabriquées à partir de cellules de passage 2 (P2) et plus de 3000 feuilles de PD peuvent être fabriquées à partir de cellules P3. Ici, nous décrivons notre utilisation de la greffe de feuilles PD combinée à une ostéotomie tibiale haute (HTO) et suggérons qu'il s'agit d'une forme idéale de thérapie régénérative pour les patients atteints de OAK.

Nous avons conçu une thérapie combinée (Fig. 1a) dans laquelle le traitement chirurgical conventionnel de l'OAK, qui est couvert par l'assurance maladie nationale dans notre pays, a été suivi de l'élimination des tissus malades, de la stimulation de la moelle osseuse et de la greffe de feuille de chondrocytes (la "méthode RMSC") pour traiter les défauts du cartilage3. Cette étude a été conçue pour évaluer l'efficacité du traitement total mais pas les effets complémentaires de chaque traitement. HTO pour les patients atteints de OAK est une procédure de préservation des articulations qui a attiré l'attention dans le monde entier. Le cartilage articulaire est parfois régénéré après l'amélioration de l'alignement de la jambe entière par HTO, mais il s'agit principalement de cartilage fibreux, qui a des propriétés différentes du cartilage hyalin7,8. Nous avons émis l'hypothèse que la greffe de feuille PD en conjonction avec HTO peut accélérer la régénération du cartilage natif, tel que le cartilage hyalin, réduire les symptômes de OAK et aider à maintenir les qualités biologiques de l'articulation du genou.

a Combinaison d'une intervention chirurgicale conventionnelle et d'une implantation de feuillets de chondrocytes. Des feuilles de chondrocytes allogéniques dérivés de polydactylie (feuilles PD) ont été fabriquées à partir de tissu cartilagineux obtenu à partir d'une chirurgie de polydactylie. Dans le centre de traitement cellulaire, les chondrocytes isolés ont été passés une fois et stockés à -180 ° C. Pour fabriquer des feuilles de PD, les cellules ont été décongelées et passées une fois, puis ensemencées sur des inserts de culture sensibles à la température. Les feuilles PD ont ensuite été cultivées pendant 14 à 16 jours et transplantées. Les patients OAK ont d'abord été traités avec des traitements chirurgicaux conventionnels OWHTO, suivis de l'élimination des tissus malsains, de la stimulation de la moelle et de la greffe de feuille de chondrocytes (méthode RMSC). b Le protocole global de l'étude clinique. La décision finale concernant l'entrée dans l'étude clinique a été prise lors de l'évaluation arthroscopique. Pour les patients répondant aux critères d'inclusion, LIPA a été utilisé pour évaluer leurs défauts cartilagineux. Élimination RMSC des tissus malsains, stimulation de la moelle et greffe de feuille de chondrocytes, ostéotomie tibiale haute à coin ouvert OWHTO, photoacoustique induite par laser LIPA, score de résultat des blessures et de l'arthrose du genou KOOS, score du genou LKS Lysholm, imagerie par résonance magnétique IRM. c Le diagramme de flux CONSORT. Diagramme CONSORT pour une étude comparative à un seul bras, en ouvert, non contrôlée (c'est-à-dire l'inscription, l'attribution de l'intervention, le suivi et l'analyse des données).

Les boîtes ou inserts de culture sensibles à la température (CellSeed Inc., Tokyo, Japon), dont l'utilisation a été rapportée pour la première fois par Okano et al.9,10, ont une surface intelligente spéciale. Grâce à ces inserts, des feuilles de chondrocytes peuvent être produites en maintenant la matrice extracellulaire puis en réduisant la température pour libérer les feuilles, sans nécessiter de digestion enzymatique.

Nous avons été les premiers à signaler l'application de feuilles de chondrocytes en couches pour la réparation du cartilage articulaire11,12. Nous avons rapporté des preuves provenant d'études animales indiquant le potentiel de ces feuilles de chondrocytes en couches dans le traitement de l'arthrite non traumatique chez le rat13, un défaut partiel du cartilage articulaire du lapin14 et des défauts ostéochondraux chez le rat15,16, le lapin17,18,19 et le cartilage minipig20. Ces types de défauts sont généralement présents dans OAK. Nous avons également étudié le mode d'action des feuilles de chondrocytes en couches et nous avons suggéré que les feuilles de chondrocytes exercent leurs effets de régénération continus dans le cartilage articulaire par la sécrétion continue de facteurs humoraux tels que l'activité inhibitrice du mélanome (MIA), le facteur de croissance transformant β (TGF-β), et la prostaglandine E2, qui sont importantes dans la régénération du cartilage21,22.

Dix patients présentant des anomalies OAK et cartilagineuses ont été inclus dans cette étude et ont reçu un traitement avec des draps PD. Un protocole d'évaluation rigoureux (Fig. 1b) a été conçu pour évaluer les paramètres d'innocuité et d'efficacité de la thérapie et pour évaluer les résultats cliniques et structurels. Les propriétés des feuilles de PD allogéniques transplantées ont également été évaluées de manière approfondie à l'aide d'une analyse de l'expression génique afin d'étudier leur utilisation potentielle pour prédire les résultats cliniques et structurels de la thérapie. Dans cette petite série de cas longitudinale initiale, nous voulions déterminer si l'expression d'ensembles de gènes marqueurs spécifiques dans les feuilles de PD pourrait fournir des marqueurs potentiels pour prédire les résultats de cette nouvelle thérapie régénérative pour OAK.

La figure 2 montre les propriétés des feuilles PD transplantées dans cette étude. Les feuilles PD peuvent être manipulées à l'aide d'une membrane de support blanche circulaire en difluorure de polyvinylidène (Fig. 2a). Les structures multicouches ont été confirmées par coloration histologique (Fig. 2b). L'immunomarquage a montré que les feuilles exprimaient fortement la fibronectine (FN), COL1 et l'aggrécane (ACAN). Les feuilles PD ne présentaient presque aucune expression de COL2 (Fig. 2b). Les cellules des feuilles PD étaient dédifférenciées et les propriétés des feuilles de chondrocytes étaient différentes de celles du cartilage hyalin. La figure 2c-e montre la distribution des propriétés des feuilles PD transplantées en ce qui concerne le nombre de cellules, la viabilité et l'épaisseur, respectivement. La figure 2f montre les résultats de l'analyse par cytométrie en flux des feuilles de PD dispersées. Presque toutes les cellules des feuilles PD étaient positives pour le groupe de différenciation 81 (CD81) et les marqueurs de cellules souches mésenchymateuses, CD90 (Thy-1), CD44 (récepteur de l'acide hyaluronique) et CD105 (endogline). Des cellules positives pour CD146 (molécule d'adhésion cellulaire du mélanome) et positives pour GD2 (disialoganglioside GD2) étaient présentes à une fréquence de 20 à 70 % et des cellules positives pour CD49a (intégrine α1) à une fréquence de 5 à 25 %. Presque toutes les cellules étaient négatives pour les marqueurs de lignée sanguine CD31 (molécule d'adhérence des cellules endothéliales plaquettaires-1) et CD45 (antigène commun des leucocytes). L'expression du marqueur était similaire à celle des feuilles de chondrocytes du genou adulte qui ont été transplantées dans une étude clinique précédente qui utilisait des cellules autologues. La production du facteur de croissance transformant β1 (TGF-β1) et des facteurs associés à l'efficacité précédemment identifiés5, de l'activité inhibitrice du mélanome (MIA), de l'inhibiteur 1 de la voie de signalisation Dickkopf WNT (DKK1), de la molécule spécifique aux cellules endothéliales 1 (ESM1) et du gremlin 1 (GREM1) confirmé par dosage immuno-enzymatique (ELISA) (Fig. 2g). L'analyse quantitative par réaction en chaîne par polymérase (qPCR) des gènes exprimés par les feuilles de PD a révélé une expression généralisée de gènes d'intérêt liés au cartilage (Fig. 2h).

a Les plaques PD ont été manipulées à l'aide d'une membrane support circulaire en PVDF. b Images représentatives de la coupe transversale de la feuille PD. Coloration histologique à l'hématoxyline et à l'éosine (HE), coloration immunohistochimique pour le collagène de type I (COL1), le collagène de type II (COL2), l'aggrécane (ACAN) et la fibronectine (FN). barre d'échelle ; 50 μm. c–e Distribution des caractéristiques des fiches PD transplantées de neuf lots : La case représente l'écart interquartile des valeurs. Le haut et le bas des moustaches représentent les valeurs maximales et minimales. La ligne à l'intérieur de la case représente les valeurs médianes. Le nombre de cellules (c) et la viabilité cellulaire (d) ont été déterminés après digestion enzymatique d'une feuille de cellules. e L'épaisseur de la feuille PD a été mesurée à l'aide d'images microscopiques de coupes transversales. f Analyse par cytométrie en flux des marqueurs de surface pour les cellules dans les feuilles PD. Les feuilles de PD ont été digérées par voie enzymatique et analysées par coloration monochrome. Les données sont exprimées sous forme de moyenne ± SD du pourcentage de cellules exprimant un marqueur de surface à partir de neuf lots de feuilles (Fig. 2 supplémentaire). Les cellules étaient positives pour CD81, CD90, CD44 et CD105 et négatives pour CD31 et CD45. La coloration pour CD146, CD49a et GD2 différait entre les lots. g Concentrations de facteurs humoraux sécrétés par les feuillets PD. Chaque marque indique un grand nombre de feuilles. Certaines marques se chevauchent. h Le profil d'expression génique des feuilles transplantées a été analysé par qPCR pour les gènes liés au cartilage, et les résultats sont rapportés par rapport à l'expression de GAPDH. Au total, neuf lots de feuilles PD ont été fabriqués à partir de cellules cryoconservées provenant de trois donneurs de patients polydactylés. Trois lots provenaient du donneur 1 et ont été utilisés pour créer les feuilles 1-1, 1-2 et 1–3 en h. Quatre lots provenaient du donneur 2 et ont été utilisés pour créer les feuilles 2-1, 2-2, 2-3 et 2–4. Deux lots provenaient du donneur 3 et ont été utilisés pour créer les feuilles 3-1 et 3-2. Chaque lot a été utilisé pour un patient, à l'exception de la feuille 3-2 qui a été transplantée chez deux patients (patients 9 et 10). Les données de la même couleur provenaient du même lot de feuilles PD en g, h.

Aucun événement indésirable grave lié aux chirurgies combinées, comme une infection profonde ou une pseudarthrose, n'a été observé au cours de la période de suivi. D'autres événements indésirables ont été signalés et comprenaient une thrombose veineuse profonde chez un patient, des douleurs chez 10 patients, une leucocytose chez 10 patients et une augmentation des taux de protéine C-réactive chez 10 patients. La thrombose veineuse profonde a été guérie par un traitement conservateur. Ces événements indésirables ont été considérés comme liés à l'ostéotomie tibiale haute à coin ouvert (OWHTO). Nous pensons qu'il est peu probable que ceux-ci aient été liés à la transplantation de feuilles PD.

Le LKS s'est amélioré significativement passant de 40,1 ± 13,9 points en préopératoire à 80,5 ± 15,7 points au dernier recul. Toutes les sous-échelles KOOS (symptôme, douleur, fonction dans la vie quotidienne, fonction dans le sport et les loisirs et qualité de vie) se sont également améliorées de manière significative (Fig. 3a, b et Tableau supplémentaire 1, 2).

un KOOS a été utilisé pour évaluer les effets sur les paramètres liés au genou. Les moyennes des patients pour les sous-échelles KOOS, les symptômes, la douleur, les AVQ et la qualité de vie se sont améliorées de manière significative par rapport à la ligne de base. *p < 0,05, **p < 0,01. Activités AVQ de la vie quotidienne, QOL qualité de vie. b La moyenne des patients pour le LKS s'est améliorée de manière significative par rapport à la ligne de base. La case représente l'écart interquartile des scores. Le haut et le bas des moustaches représentent les scores maximum et minimum, sauf pour les données à 12 mois qui contiennent la valeur aberrante. La ligne à l'intérieur de la case représente le score médian. *p < 0,05, **p < 0,01. c–f Une analyse corrélationnelle a été utilisée pour sélectionner un ensemble de marqueurs génétiques qui était prédictif de chacune des mesures de résultats. Le nuage de points montre les corrélations entre les scores génétiques et la douleur KOOS à 12 mois (c), LKS à 12 mois (d) et OARSI (e) et ICRS II (f). Le score génétique a été calculé à partir de l'expression génique de l'ensemble de marqueurs génétiques prédictifs pour la douleur KOOS (PTGS2, TGFB1, MIA et G0S2), le LKS (COL1A2, MATN2, SOX9 et TGFB1) et le score histologique OARSI (CCN2, COMP, ACKR4, ESM1 et GREM1) et l'évaluation globale ICRS II (COL2A1, COL27A1, ACKR4 et ESM1), comme décrit dans la section Méthodes (tableaux supplémentaires 4 à 7). Le numéro attribué à chaque symbole indique le patient correspondant. g Résultats histologiques des biopsies des patients et résultats des évaluations cliniques. C = cartilage articulaire, B = os sous-chondral, ligne pointillée = limite entre la région du cartilage articulaire et la région osseuse sous-chondrale. Des biopsies du condyle médial fémoral ont été prélevées dans des zones de cartilage régénéré 12 mois après l'opération. barre d'échelle = 1 mm. Les coupes histologiques de tous les patients ont été colorées pour la safranine O. L'immunomarquage a montré l'expression du collagène de type II (COL2) chez tous les patients.

Les défauts du cartilage et leurs emplacements sont décrits dans le tableau 1. En bref, la surface totale moyenne du défaut était de 15,9 cm2 pour un patient et > 20 cm2 chez quatre patients. Dix patients avaient des défauts du condyle fémoral médial (MFC) (surface moyenne 10,7 cm2), six patients avaient des défauts trochléaires (Tr) (surface moyenne 4,6 cm2) et cinq patients avaient des défauts de baiser du tibia (surface moyenne 4,0 cm2).

L'angle fémorotibial et le pourcentage d'axe mécanique (%MA) ont changé significativement de 179,4° ± 2,8° à 168,9° ± 2,8° et de 24,1 ± 10,8 à 67,5 ± 9,2 d'avant à après la transplantation, respectivement.

L'imagerie par résonance magnétique (IRM) a confirmé la régénération du cartilage dans les zones dépourvues de cartilage avant l'opération (Figure 1 supplémentaire). Les résultats du score Magnetic Resonance Observation of Cartilage Repair Tissue 2.0 (MOCART 2.0) se sont améliorés de manière significative (Tableau 1).

Les résultats de l'évaluation photoacoustique induite par laser (LIPA) sont présentés dans le tableau 1. Les caractéristiques viscoélastiques du cartilage régénéré sont exprimées par le rapport par rapport à celui du cartilage normal dans la même articulation. Les caractéristiques se sont améliorées après transplantation et l'épaisseur moyenne du cartilage régénéré était de 3,54 mm.

Toutes les biopsies ont révélé une forte coloration pour la safranine O et l'expression de COL2 (Fig. 3g). Bien que le degré de régénération ait varié d'un patient à l'autre et que certains cas représentent un signe de dégénérescence, ces résultats suggèrent néanmoins qu'une régénération du cartilage hyalin s'est produite. Les résultats du score histologique Osteoarthritis Research Society International (OARSI), du score de Mankin et de l'évaluation globale de l'International Cartilage Repair Society (ICRS II) sont présentés dans le tableau 1. La qualité du cartilage régénéré était très élevée, avec un score moyen ICRS II de 80,8 (64–96, 0 : tissu fibreux, 100 : cartilage hyalin), comme le montre le tableau 1 bien que du fibrocartilage soit également présent.

Pour identifier les feuilles de PD qui ont favorisé des résultats supérieurs, des ensembles de marqueurs génétiques prédictifs des résultats cliniques et structurels postopératoires ont été identifiés sur la base de l'analyse corrélationnelle entre le profil d'expression génique et les résultats. Les analyses ont été décrites précédemment dans l'étude sur des feuillets de cellules autologues3. Des ensembles de marqueurs potentiels ont été sélectionnés à partir de gènes liés au cartilage (liste dans le tableau supplémentaire 3) avec la probabilité d'apparition la plus élevée dans une matrice de 100 ensembles de coefficients de corrélation de Pearson en utilisant le processus d'exclusion de cinq.

Le score génique a été calculé à l'aide des données d'expression génique de l'ensemble de marqueurs, comme décrit dans les méthodes (tableaux supplémentaires 4 à 7). La figure 3c – f montre les diagrammes de dispersion indiquant les scores génétiques des feuilles de PD transplantées et les résultats cliniques pour chaque cas individuel. Les ensembles de marqueurs pour chaque score de résultat étaient les suivants : pour KOOS (Fig. 3c) PTGS2, TGFB1, MIA et G0S2 ; pour LKS (Fig. 3d) COL1A2, MATN2, SOX9 et TGFB1 ; et pour le score histologique OARSI (Fig. 3e) CCN2, COMP, ACKR4, ESM1 et GREM1 ; pour l'évaluation globale ICRS II (Fig. 3f) COL2A1, COL27A1, ACKR4 et ESM1.

Une femme de 51 ans a subi une greffe de feuille PD combinée à OWHTO pour OAK du genou gauche. L'angle fémorotibial et le %MA sont passés respectivement de 183° à 167° et de 11,4 à 68,9 (Fig. 4a). L'os sous-chondral a été exposé sur une large zone dans le MFC (Fig. 4b) et le plateau tibial médial (Fig. 4c). Après avoir utilisé LIPA pour évaluer les propriétés viscoélastiques du cartilage résiduel et de l'os sous-chondral, nous avons effectué une microfracture (Fig. 4d) et une transplantation de feuilles PD (Fig. 4e). Un an après la transplantation, du cartilage régénéré recouvrant entièrement la zone du défaut a été observé dans le MFC (Fig. 4f) et le plateau tibial médial (Fig. 4g). L'IRM préopératoire a montré un défaut cartilagineux de pleine épaisseur au niveau du MFC. Cette zone de défaut semblait être recouverte de feuilles PD et était remplie de tissu régénératif après 3 mois, et le tissu régénérateur était clairement visible et maintenu 12 mois après la transplantation (Fig. 4h).

Photographies radiographiques (a), images arthroscopiques (b–g) et imagerie par résonance magnétique (h). une radiographie préopératoire du genou gauche a confirmé une déformation en varus et un rétrécissement de l'espace articulaire médial. La photographie radiographique 12 mois après l'opération a montré que l'alignement était maintenu après OWHTO. À 24 mois après l'opération (12 mois après le retrait des implants), l'alignement a été maintenu et la greffe de phosphate de bêta-tricarcium a été absorbée. b, c Une lésion cartilagineuse préopératoire du condyle fémoral médial et une lésion en biseau du plateau tibial ont provoqué l'exposition de l'os sous-chondral. d Images peropératoires du condyle fémoral médial après microfracture. Les draps PD ont été transplantés tout comme mis dessus sans suturer. f, g La présence de cartilage régénéré a été confirmée lors de la vue arthroscopique de second look (12 mois après l'opération). h Vue sagittale de l'articulation fémoro-tibiale médiale. Les images pondérées en T2 ont été obtenues à l'aide d'une IRM de 3,0 Tesla. Évolution temporelle du défaut cartilagineux préopératoire au cartilage régénéré après la chirurgie. L'image IRM préopératoire montre une large zone de défaut cartilagineux dans le condyle médial du fémur, une lésion de baiser dans le tibia et la collection de liquide synovial. Le cartilage régénéré a été détecté 3 mois après la chirurgie et s'est maintenu dans le temps. L'os sous-chondral irrégulier causé par la stimulation de la moelle a été initialement détecté et est devenu lisse à 12 mois.

Nous avons confirmé le mode d'action, la sécurité et l'efficacité des feuilles PD dans des expériences utilisant le modèle xénogénique4 et dans d'autres études19,21,23 avant d'entreprendre l'étude clinique.

Dans la présente étude, nous supposons que le mode d'action des facteurs humoraux des feuilles PD était le mécanisme le plus probable car nous n'avons pas utilisé d'immunosuppresseurs. Dans nos recherches antérieures, nous avons constaté une variabilité du potentiel thérapeutique des feuilles PD après une transplantation orthotopique xénogénique et avons reconnu l'importance de la sélection des donneurs pour les études futures5. Cavalli et al.24 ont rapporté que les chondrocytes de polydactylie peuvent être développés in vitro et maintenir un taux de prolifération rapide et constant jusqu'à cinq passages, ce qui est une caractéristique importante d'une source de cellules prête à l'emploi. Le bon passage des cellules PD est également essentiel dans les essais cliniques. Pour résoudre ce problème, nous avons identifié des ensembles de marqueurs génétiques potentiels pour prédire le résultat de la greffe de feuille PD (Fig. 3c – f). Les gènes marqueurs pour chaque score de résultat sont différents. TGFB1 est apparu en commun dans KOOS et LKS, qui figurent tous deux dans le questionnaire d'auto-évaluation des symptômes. ESM1 et ACKR4 sont apparus dans le score histologique OARSI et l'évaluation globale ICRS II, les deux scores étant liés à l'évaluation des tissus par biopsie. L'ensemble marqueur de gènes peut être utile pour sélectionner la source de cellules allogéniques pour la fabrication de feuille de cellules avant l'utilisation clinique.

Parce que nous avons analysé l'expression des gènes liés au cartilage dans seulement une petite série longitudinale initiale, d'autres gènes peuvent avoir été extraits si un ensemble de gènes différent avait été utilisé pour l'analyse. L'ensemble actuel de gènes marqueurs peut être amélioré en remplaçant les gènes par des gènes nouvellement identifiés et plus prédictifs.

Le cartilage articulaire se régénère parfois après une stimulation de la moelle osseuse ou une arthroplastie par abrasion associée à l'HTO. Cependant, ces tissus régénérés sont principalement du cartilage fibreux, qui diffère du cartilage hyalin natif7,8,25,26,27 et ne fournit pas les mêmes effets porteurs à long terme que le cartilage hyalin. Auparavant, nous avons comparé les résultats cliniques entre les patients subissant une OWHTO et une arthroplastie totale du genou (TKA). Chez ces patients, le KOOS était plus faible chez les patients qui ont subi une OWHTO que chez ceux qui ont reçu une PTG, et les symptômes résiduels tels que le grincement du genou, les claquements et la raideur étaient pires après une OWHTO qu'après une PTG28. Sur ce point, dans l'étude actuelle, nous avons confirmé que la régénération du cartilage hyalin s'était produite après la greffe de feuille PD combinée à l'OWHTO. Nos résultats suggèrent que des effets thérapeutiques à long terme ainsi qu'une amélioration de l'alignement des membres inférieurs peuvent être attendus après le traitement combiné.

Nous avons déjà rendu compte de notre utilisation de la greffe de feuille de chondrocytes autologues et avons continué à observer les résultats cliniques à long terme3. Pour l'étude précédente, le ministère japonais de la Santé, du Travail et des Affaires sociales (MHLW) nous avait ordonné de ne transplanter des feuilles de cellules que dans des genoux présentant des défauts mesurant <4,2 cm2, soit la taille d'une feuille de cellules. Cependant, pour l'étude actuelle, nous avons pu préparer suffisamment de fiches PD pour couvrir les défauts plus importants et nous n'avons pas limité le recrutement des patients en raison de la taille des défauts. Dans cette étude clinique, certains patients présentaient des défauts mesurant > 20 cm2. Généralement, les critères d'exclusion communs qui définissent le « genou rouge » sont des lésions mesurant > 8 cm2, un mauvais alignement, un âge > 55 ans, des lésions de baiser et un amincissement diffus du cartilage29, et certains patients avec un genou rouge ont été inclus dans cette étude actuelle. Bien qu'il n'y ait pas eu d'événements indésirables graves après la transplantation des feuilles PD, nous devons encore compléter les essais cliniques de phase III par une étude comparative bien contrôlée en restreignant le recrutement aux patients sans genou rouge.

Le nombre de feuilles PD transplantées, les emplacements des défauts et la taille totale des défauts n'étaient pas liés aux résultats cliniques et aux scores histologiques. Cependant, ces résultats peuvent avoir été influencés par le fait que tous les patients ont reçu un nombre suffisant de feuilles PD pour couvrir complètement les défauts.

Notre étude comporte trois limites. Premièrement, l'étude n'a inclus que 10 patients atteints d'arthrose générale qui ont subi une OWHTO. Cette chirurgie associée peut avoir affecté les résultats de la thérapie. Deuxièmement, nous avons observé des résultats prometteurs pour l'utilisation des feuilles de PD pendant au moins 1,5 ans, mais des observations à plus long terme sont nécessaires pour évaluer pleinement cette nouvelle thérapie combinée. Enfin, notre étude clinique a été conçue comme une étude à un seul bras, non randomisée et non contrôlée, et d'autres études avec plus de patients et de conditions sont nécessaires.

Nous avons continué à développer les techniques de conservation et de transport des feuilles de cellules en vue d'une future commercialisation. Nous continuons à rechercher la méthode de vitrification pour faciliter la cryoconservation des feuillets cellulaires tout en maintenant leurs macro et microstructures pour assurer un taux élevé de viabilité des cellules constitutives30. Le sac de vitrification circulant et la boîte de stockage de vitrification sont utiles pour la conservation à long terme des feuilles de cellules vitrifiées, ce qui rendra l'application clinique des feuilles de cellules cryoconservées encore plus faisable31.

Nous avons confirmé l'innocuité et l'efficacité de la transplantation de feuilles PD. Dix patients ont subi une greffe de feuille PD combinée à OWHTO. L'arthroscopie de contrôle 1 an après la transplantation a montré un cartilage régénéré qui recouvrait entièrement les zones défectueuses. L'évaluation LIPA a suggéré que le cartilage régénéré avait des propriétés mécaniques normales, et l'analyse histologique des échantillons de biopsie a indiqué un cartilage de type hyalin. Cette chirurgie combinée peut fournir une thérapie régénérative idéale avec des effets modificateurs de la maladie chez les patients atteints de OAK.

Les expériences ont été réalisées sous l'approbation et la direction du Comité d'examen de la recherche clinique de l'École de médecine de l'Université de Tokai. Nous avons présenté ces données de recherche préclinique au MHLW au Japon et avons demandé un plan de fourniture de médecine régénérative de classe I en vertu de la loi sur la sécurité de la médecine régénérative. Le permis a été délivré le 27 avril 2016 et la recherche clinique utilisant des feuilles de PD a été autorisée à commencer. Un consentement éclairé a été obtenu des parents ou tuteurs des donneurs dans tous les cas. Certains spécimens chirurgicaux ont été anonymisés de manière irréversible. Toutes les expériences manipulant des cellules et des tissus humains ont été réalisées conformément aux principes de la Déclaration d'Helsinki. Les expérimentations animales ont été approuvées par le Comité institutionnel d'expérimentation animale de l'Université de Tokai et ont été réalisées conformément aux directives du Règlement institutionnel pour les expérimentations animales et à la Directive fondamentale pour la bonne conduite de l'expérimentation animale et des activités connexes dans les instituts de recherche universitaires sous la juridiction du Ministère de l'éducation, de la culture, des sports, des sciences et de la technologie pour la manipulation et les soins des animaux.

Notre étude clinique a été conçue comme une étude comparative à un seul bras, non randomisée et non contrôlée. Cette étude (registre des essais cliniques UMIN, UMIN000015205 et registre japonais des essais cliniques, jRCTa030190242) a été approuvée par le comité d'examen institutionnel de l'école de médecine de l'université de Tokai et par le MHLW du Japon. Le consentement écrit fut obtenu de tous les participants. L'organigramme CONSORT est illustré à la Fig. 1c.

Les feuilles de cellules pour la transplantation ont été fabriquées à partir de cellules de donneurs qui présentaient une capacité à initier la régénération du cartilage hyalin après une transplantation orthotopique xénogénique dans un modèle de lapin blanc japonais de défaut de pleine épaisseur du cartilage5,19. Nous avons également effectué une hybridation génomique comparative (array CGH) et une analyse du caryotype des cellules P2 PD utilisées pour fabriquer les feuilles de cellules et en tant que cellules cultivées à long terme (cellules P12) pour évaluer la stabilité génétique des cellules PD pendant la fabrication in vitro. Aucune altération du nombre de copies n'a été détectée par la matrice CGH, et aucune anomalie du caryotype, à en juger par les directives du système international de nomenclature cytogénétique humaine, n'a été trouvée dans les cellules utilisées comme source de cellules.

Du tissu cartilagineux a été prélevé sur trois patients (âge moyen : 12,3 mois, intervalle : 10–15 mois, un garçon et deux filles) qui ont subi une chirurgie de polydactylie à l'hôpital universitaire de Tokai. Un résumé du processus de fabrication de la feuille PD est illustré à la Fig. 1a. Le tissu cartilagineux a été haché avec des ciseaux puis incubé dans le milieu Eagle modifié de Dulbecco/F12 (DMEM/F12 ; Gibco, Grand Island, NY, États-Unis) additionné de 20 % de sérum bovin fœtal (FBS ; AusGeneX, Molendinar, Australie ou SAFC Biosciences, Lenexa, KS, États-Unis), 1 % de solution antibiotique-antimycotique (AB ; Gibco) et 5 mg/mL de collagènes e type 1 (Worthington, Mannheim, Allemagne) pendant 1,5 h à 37 °C dans une atmosphère humidifiée de 5 % de CO2 et 95 % d'air. La suspension cellulaire a été lavée et passée à travers un tamis de 100 μm (BD Falcon, Franklin Lakes, NJ, USA).

Les cellules collectées ont été ensemencées à une densité de 0,5 à 1 × 104 cellules/cm2 dans des plaques de culture à six puits (Corning Inc., Corning, NY, USA) dans du DMEM/F12 additionné de 20 % de FBS et de 1 % d'AB, et incubées à 37 °C. Après 4 jours, 100 μg/mL d'acide ascorbique (AA ; Nissin Pharmaceutical, Yamagata, Japon) ont été ajoutés au milieu, et le milieu a été remplacé tous les 3 ou 4 jours. Les cellules ont été cryoconservées à l'aide de STEM-CELLBANKER™ (ZENOAQ, Fukushima, Japon) lorsqu'elles ont atteint la sous-confluence. Les cellules ont été décongelées et ensemencées une fois à une densité de 0,5 à 1 × 104 cellules/cm2 dans du DMEM/F12 additionné de 20 % de FBS, 1 % d'AB et 100 μg/mL d'AA. Lorsque les cellules ont atteint la sous-confluence, elles ont été détachées à l'aide de TrypLE Express (Thermo Fisher Scientific, Tokyo, Japon) et ensemencées sur des inserts de culture sensibles à la température (CellSeed Inc., Tokyo, Japon) à 1 × 104 cellules/cm2. Le milieu était remplacé tous les 3 ou 4 jours. Après 2 semaines, les plaques de culture ont été conservées à 25 ° C pendant 30 min pour favoriser le détachement des feuilles PD des inserts, et les feuilles PD ont été récoltées. Pour analyser les propriétés des feuilles de PD à l'aide de la qPCR en temps réel, de l'analyse par cytométrie en flux et de la coloration histologique et immunohistochimique, les feuilles de PD ont été récoltées au jour 13 de la culture.

Les feuilles de PD ont été lavées dans une solution saline tamponnée au phosphate de Dulbecco (DPBS; Gibco). Les feuilles ont ensuite été incubées dans TripLE Express® (Gibco) à 37°C pendant 15 min et centrifugées à 1500 rpm pendant 5 min. Les feuilles de cellules ont été remises en suspension dans 0,25 mg/mL de collagénase P (Roche, Bâle, Suisse) à 37 °C pendant 30 min maximum, puis centrifugées à 1 500 tr/min pendant 5 min. Les cellules isolées ont finalement été remises en suspension dans du DMEM/F12, et le nombre et la viabilité des cellules ont été déterminés à l'aide du test d'exclusion au bleu trypan.

Une fois le comptage cellulaire obtenu, les cellules isolées ont été lavées avec du DPBS contenant 0, 2% d'albumine de sérum bovin (BSA; Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA) et 1 mM d'acide éthylènediaminetétraacétique (EDTA; Gibco). Environ 1,5 × 105 cellules ont été mélangées dans chaque tube avec les anticorps suivants : hCD31–isothiocyanate de fluorescéine (FITC) (1:10 ; IM1431U, Beckman & Coulter, Brea, CA, États-Unis), CD44–FITC (1:10 ; 555478, BD Biosciences, Franklin, NJ, États-Unis), hCD45–FITC (1:10 ; A07782, Beckman & Coulter), hCD81–allophycocyanine (APC) (1:10; 551112, BD Biosciences), hCD90–APC (1:100; 559869, BD Biosciences), CD105–phycoérythrine (PE) (1:5; A07414, B76299, Beckman & Coulter), CD146–PE (1:5; 5050 -PE100T, BioCytex, Marseille, France), CD49-PE (1:5 ; 559596, BD Biosciences) et GD2 (1:10 ; 554272, BD Biosciences). Les cellules ont été incubées pendant 90 min à 4 ° C puis lavées avec du DPBS contenant 0, 2% de BSA et 1 mM d'EDTA. GD2 a été reconnu en incubant les cellules avec l'anticorps secondaire IgG anti-souris conjugué au FITC (1:20; 349031, BD Biosciences) pendant 10 min à 4 ° C. L'anticorps IgG1 de souris marqué par fluoroprobe (1:10; Beckman & Coulter) a été utilisé comme contrôle négatif. Les cellules colorées ont été analysées à l'aide d'un trieur de cellules FACSVerse ™ (BD Biosciences) (Fig. 2 supplémentaire).

Les feuilles de PD ont été récoltées après culture, puis incorporées et congelées dans un composé à température de coupe optimale (Sakura Finetek Japan, Tokyo, Japon). Des sections de 10 μm d'épaisseur ont été colorées avec de l'hématoxyline et de l'éosine en utilisant des méthodes standard (Figure 3 supplémentaire). Des coupes de 20 μm d'épaisseur ont été immunocolorées avec un anti-humain COL1 (1:200; 1310-01, Southern Biotech, Birmingham, AL, USA), COL2 (1:200; F-57, Kyowa Pharma Chemical, Toyama, Japon), FN (1:1000; MA5-11981, Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA) et ACAN (1:20; 967800, R& D Systems, Minneapolis, MN, USA) à 4 °C pendant la nuit. Les coupes ont été lavées et incubées à température ambiante pendant 1 h avec l'anticorps secondaire Alexa Fluor 488-conjugated goat anti-mouse Ig (1:200; A-11017, Thermo Fisher Scientific) pour COL2 et FN ou Alexa Fluor 546-donkey anti-goat Ig (1:400, A-11056, Thermo Fisher Scientific) pour COL1 et ACAN. Après immunocoloration, les coupes ont été lavées et montées avec le milieu de montage VECTASHIELD Antifade avec 4′,6-diamidino-2-phénylindole (Vector Laboratories, Burlingame, CA, USA). Les images microscopiques ont été capturées sous un microscope BZ-X810 (Keyence, Osaka, Japon).

Les feuilles de PD ont été perturbées dans du réactif TRIzol (Thermo Fisher Scientific) à l'aide d'un appareil SHAKE Master Neo (Bio Medical Science, Tokyo, Japon), et l'ARN total a été isolé à l'aide d'un kit RNeasy Mini (Qiagen, Valencia, CA, USA) selon les instructions du fabricant. La quantité et la qualité de l'ARN ont été déterminées à l'aide d'un spectrophotomètre Nanodrop One (Thermo Fisher Scientific) et d'un bioanalyseur Agilent (Agilent Technologies, Santa Clara, Californie, États-Unis).

L'ARN total a été converti en ADNc à l'aide du kit de transcription inverse QuantiTect (Qiagen). Un kit de mélange maître TaqMan PreAmp et des tests d'expression génique TaqMan (tous deux de Thermo Fisher Scientific) (tableau supplémentaire 3) ont été utilisés pour préamplifier l'ADNc conformément aux instructions du fabricant. La qPCR TaqMan a été réalisée à l'aide d'un système qPCR 7500 ou d'un QuantiStudio 3 (tous deux de Thermo Fisher Scientific). Les valeurs d'expression relatives pour chaque gène (valeurs –ΔCt) ont été calculées en utilisant GAPDH comme contrôle interne.

Pour collecter les surnageants des feuilles de PD fabriquées, les feuilles ont été transférées dans 3 ml de DMEM/F12 additionné de 1 % de FBS et de 1 % d'AB au jour 14 de la culture et cultivées pendant 72 h supplémentaires. Les surnageants ont été récupérés et centrifugés à 15 000 g pendant 10 min pour éliminer les débris cellulaires. Les concentrations de TGF-β1 (R&D Systems), MIA (Roche), inhibiteur 1 de la voie de signalisation Dickkopf WNT (Thermo Fisher Scientific), molécule spécifique aux cellules endothéliales 1 (ESM1 ; Abcam, Cambridge, Royaume-Uni) et gremlin 1 (GREM1 ; Cloud-Clone Corp., Katy, TX, USA) ont été mesurées à l'aide de kits ELISA. Le signal détecté pour le milieu blanc contenant 1 % de FBS a été soustrait pour ajuster les protéines contenues dans le FBS.

Dix patients (quatre hommes et six femmes) qui avaient des défauts cartilagineux classés par arthroscopie comme Outerbridge grade III ou IV ont été inscrits et ont reçu le traitement. Leur âge moyen au moment de l'opération était de 54 ans (extrêmes 45–58) et leur indice de masse corporelle moyen était de 28,3 kg/m2 (extrêmes 23,5–35,5). Les grades de Kellgren et Lawrence des radiographies du genou étaient de grade 2 chez deux patients, de grade 3 chez six et de grade 4 chez deux (tableau 1). Nous avons effectué une greffe de feuille PD chez le premier patient en février 2017 et le dernier en décembre 2019.

Les critères d'inclusion pour cette étude de recherche clinique étaient d'avoir le compartiment médial OAK, ce qui est généralement indiqué pour l'OWHTO (tableau 2). Dans d'autres études de recherche clinique sur la greffe de feuille de chondrocytes autologues, la taille de la lésion cartilagineuse endommagée était régulée à <4,2 cm2,3. Cependant, il n'y avait pas de réglementation de taille pour cette étude de recherche clinique sur la transplantation de feuilles PD car plus de dix feuilles PD pouvaient être préparées à l'avance. Le nombre total de défauts à transplanter avec des feuilles PD était de 21 (10 pour MFC, 6 pour Tr, 5 pour les lésions de baiser) ; les tailles moyennes des défauts étaient de 10,8, 4,6 et 4,0 pour MFC, Tr et kissing, respectivement. La taille totale maximale du défaut était de 22,0 cm2 chez un patient (tableau 1).

Nous avons conçu une thérapie combinée dans laquelle le traitement chirurgical conventionnel pour OAK, qui est couvert par l'assurance maladie nationale au Japon, a été suivi par la méthode RMSC (Fig. 1a). Les chondrocytes allogéniques cryoconservés ont été décongelés et cultivés pendant 3 semaines pour fabriquer des feuilles PD avant la chirurgie de transplantation. Au total, neuf lots ont été fabriqués : trois lots du donneur 1, quatre lots du donneur 2 et deux lots du donneur 3. Chaque lot a été utilisé pour un patient, à l'exception du neuvième lot, qui a été transplanté chez deux patients. Nous avons effectué l'OWHTO comme décrit par Takeuchi et al.32 et visait à atteindre un %MA postopératoire de 62,5. Après une ostéotomie biplane (tubérosité oblique et proximale), de l'os artificiel a été transplanté dans l'espace ouvert et fixé au site d'ostéotomie à l'aide de TomoFix® (DePuy Synthes, Bettlach, Suisse) ou de TriS® (Olympus Terumo Biomaterials, Tokyo, Japon).

Après OWHTO, l'articulation du genou a été ouverte d'environ 5 cm en utilisant l'approche parapatellaire médiale. Le MFC, le plateau tibial médial et l'articulation fémoro-patellaire ont été observés et un RMSC a été réalisé (film supplémentaire). En bref, après l'ablation des tissus malades et la stimulation de la moelle osseuse (microfracture chez sept patients et arthroplastie par abrasion chez trois), des feuilles de PD ont été transplantées pour couvrir toute la surface du défaut cartilagineux. Les feuilles PD peuvent être transplantées sans suture ni patch périosté en raison de leurs excellentes propriétés adhésives. Cette méthode RMSC3 est un moyen efficace de régénérer le cartilage hyalin car elle insère des MSC dérivés de la moelle osseuse et divers facteurs humoraux sécrétés par les feuilles de PD dans l'espace du défaut cartilagineux. Des feuilles PD ont été transplantées dans le MFC chez 10 patients, le plateau tibial médial chez cinq et l'articulation fémoro-patellaire chez six. Le nombre moyen de feuilles transplantées était de 13 (9–15). Les grades d'Outerbridge, l'emplacement et la taille des défauts cartilagineux sont indiqués dans le tableau 1.

Tous les patients ont été immobilisés immédiatement après la chirurgie à l'aide d'une attelle en plâtre qui a été maintenue pendant 2 semaines à 20° de flexion du genou pour éviter de déranger les plaques transplantées. Les patients ont ensuite commencé des exercices d'amplitude de mouvement et une mise en charge partielle à 2 semaines, et une mise en charge complète à 4 semaines après la chirurgie. En général, les activités à faible impact ont commencé à 6 mois et les activités à fort impact ont été autorisées à 8 mois.

Nous avons évalué les résultats cliniques en utilisant le KOOS et le LKS axés sur le patient en préopératoire et à 1, 3, 6 et 12 mois après l'opération33,34.

L'évaluation par imagerie a été réalisée à l'aide de photographies radiographiques et d'IRM. Des photographies radiographiques ont été examinées pour l'alignement du genou, l'état de l'os sous-chondral et la progression de l'OAK. Les progrès ont été évalués à l'aide de l'échelle de notation de Kellgren-Lawrence en préopératoire et en postopératoire. Les examens IRM ont été effectués à l'aide d'un scanner Achieva 3.0-T TX (Philips Healthcare, Best, Pays-Bas), dans une bobine à huit canaux TX SENSE Knee (Philips Healthcare). Les images ont été prises avec 10° de flexion du genou. Des images IRM sagittales et coronales ont été utilisées pour évaluer les zones de défaut cartilagineux en préopératoire et en postopératoire.

Pour l'évaluation de la thérapie, nous avons utilisé la méthode MOCART 2.0 décrite par Schreiner et al.35 (Tableau 1). L'évaluation arthroscopique des défauts cartilagineux comprenait leur état, leur taille et leur grade Outerbridge, et a été réalisée en préopératoire et en postopératoire. La méthode LIPA a été utilisée pour évaluer les propriétés viscoélastiques du cartilage en préopératoire et en postopératoire (Supplementary Movie). L'utilisation de LIPA a été approuvée par l'Institutional Review Board for Clinical Research de l'Université de Tokai, et la méthode a été appliquée cliniquement pour évaluer les propriétés mécaniques du cartilage chez les patients36. La méthode LIPA a été utilisée sous arthroscopie lors de la première intervention (transplantation de feuille PD et OWHTO) et 12 mois après l'opération (second look et retrait des implants).

Les résultats histologiques ont été évalués 12 mois après l'opération à l'aide d'une biopsie réalisée sous arthroscopie et prélevée près du centre du cartilage régénéré. Les échantillons ont été décalcifiés par une solution B d'EDTA à 10 % (Wako Pure Chemical Industries, Osaka, Japon) pendant 9 jours à 4 °C. Ensuite, des échantillons ont été inclus dans de la cire de paraffine et des sections de 3 μm ont été coupées, déparaffinées, colorées avec de la safranine O et immunocolorées pour COL1 et COL2 à l'aide de méthodes rapportées précédemment15. L'évaluation globale ICRS II37 et le score histologique OARSI ont été évalués indépendamment par trois chirurgiens orthopédistes formés. La notation microscopique du cartilage a été évaluée en utilisant la méthode décrite par Little et al.38, qui ont fourni des images représentatives pour chaque score. Il y avait des variations minimes dans la notation entre les trois marqueurs. Le score de Mankin a été obtenu de la même manière39,40. Le compromis structurel (0 à 6 points), la perte de coloration de la matrice (0 à 4 points), les anomalies de cellularité (0 à 3 points) et la violation de l'intégrité du repère (0 ou 1 point) ont été notés à l'aide de cette échelle, le cartilage normal recevant un score de 0 sur 14 points.

Des ensembles de marqueurs génétiques prédictifs ont été sélectionnés parmi les 43 gènes et gènes témoins examinés (GAPDH et ACTB) (tableau supplémentaire 3) comme ceux dont l'expression était corrélée au score de douleur KOOS et au LKS, au score histologique OARSI et au score d'évaluation globale de l'ICRS à 12 mois après l'opération. Premièrement, 36 gènes (tableaux supplémentaires 4 à 7) avec des valeurs ΔCt normalisées supérieures à -10 cycles ont été identifiés comme ayant une expression génique détectable. Pour chaque évaluation des résultats, les coefficients de corrélation de Pearson ont été calculés entre le niveau d'expression de chacun des gènes et les scores individuels (KOOS, LKS, score histologique OARSI et score d'évaluation global ICRS) en utilisant le processus de suppression de cinq, et les gènes ont été classés du plus élevé au plus bas pour les valeurs absolues des coefficients. À partir de là, une matrice de 100 ensembles de coefficients de corrélation de Pearson a été calculée. Les gènes représentatifs ont été sélectionnés indépendamment comme marqueurs prédictifs pour chacune des mesures de résultats en sélectionnant> 0,5 de valeur absolue pour les coefficients de corrélation de Pearson pour les gènes répertoriés en fonction de leur probabilité d'apparition. Enfin, quatre ou cinq ensembles de gènes avec la probabilité d'apparition la plus élevée ont été sélectionnés comme marqueurs prédictifs. Le score de gène a été calculé comme la valeur normalisée de l'expression de chaque gène sur la base de fonctions linéaires : score de gène = Σ (valeur – ΔCt) (tableaux supplémentaires 4 à 7).

Les données ont été analysées à l'aide d'une analyse de variance à mesures répétées et du test de Bonferroni post hoc pour identifier les différences entre les scores préopératoires et postopératoires pour les résultats cliniques (n = 10) pour les scores KOOS et le LKS global. les valeurs de p < 0,05 étaient significatives.

Les ensembles de données générés et/ou analysés au cours de l'étude en cours sont disponibles auprès de l'auteur correspondant sur demande raisonnable.

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Mankin, HJ, Dorfman, H., Lippiello, L. & Zarins, A. Anomalies biochimiques et métaboliques du cartilage articulaire des hanches humaines arthrosiques. J. Bone Jt. Surg. Suis. 53, 523–537 (1971).

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Nous remercions le professeur Rumiko Shimazawa (École de médecine de l'Université de Tokai) et le Dr Setsuko Hashimoto (CellSeed, Inc.) pour leurs contributions à ce projet. Nous remercions également le Centre de soutien pour la recherche médicale et l'éducation à l'Université de Tokai pour son soutien technique dans l'analyse histologique. L'un des auteurs a reçu des fonds des sources suivantes. Cette recherche a été soutenue par le projet de recherche pour les applications pratiques de la médecine régénérative (numéros de subvention JP15bk0104001, JP17bk0104063 et JP20bk0104101 à MS) de l'Agence japonaise pour la recherche et le développement médicaux.

Département de chirurgie orthopédique, Sciences chirurgicales, École de médecine de l'Université de Tokai, 143 Shimokasuya, Isehara, Kanagawa, 259-1193, Japon

Kosuke Hamahashi, Eriko Toyoda, Genya Mitani, Tomonori Takagaki, Nagatoshi Kaneshiro, Miki Maehara, Takumi Takahashi, Eri Okada, Ayako Watanabe, Masahiko Watanabe et Masato Sato

Center for Musculoskeletal Innovative Research and Advancement (C-MiRA), Tokai University Graduate School, Isehara, Kanagawa, 259-1193, Japon

Kosuke Hamahashi, Eriko Toyoda, Genya Mitani, Tomonori Takagaki, Nagatoshi Kaneshiro, Miki Maehara, Takumi Takahashi, Eri Okada, Ayako Watanabe, Masahiko Watanabe et Masato Sato

Département de génie médical, National Defense Medical College, 3-2 Namiki, Tokorozawa, Saitama, 359-8513, Japon

Miya Ishihara

Centre de traitement cellulaire, Hôpital universitaire de Tokai, 143 Shimokasuya, Isehara, Kanagawa, 259-1193, Japon

Yoshihiko Nakamura

Institut national des sciences de la santé, 3-25-26 Tonomachi, Kawasaki-ku, Kawasaki, Kanagawa, 210-9501, Japon

Reiko Kato

DNA Chip Research Inc., 1-15-1 Kaigan, Suzue Baydium 5F Minato-ku, Tokyo, 105-0022, Japon

Ryo MatobaPlus

Centre national pour la santé et le développement de l'enfant, 2-10-1 Okura, Setagaya-ku, Tokyo, 157-8535, Japon

Takehiko Takagi, Hidenori Akutsu et Akihiro Umezawa

Département de pharmacologie clinique, École de médecine de l'Université de Tokai, 143 Shimokasuya, Isehara, Kanagawa, 259-1193, Japon

Hiroyuki Kobayashi

Département de chirurgie plastique, Sciences chirurgicales, École de médecine de l'Université de Tokai, 143 Shimokasuya, Isehara, Kanagawa, 259-1193, Japon

Tadashi Akamatsu

Institute of Advanced Biomedical Engineering and Science, Tokyo Women's Medical University, 8-1 Kawada-cho, Shinjuku, Tokyo, 162-8666, Japon

Masayuki Yamato

Cell Sheet Tissue Engineering Center, Department of Pharmaceutics and Pharmaceutical Chemistry, University of Utah, 30 South 2000, East Salt Lake, UT, 84112, États-Unis

Teruo Okano

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KH : Contributions à l'étude clinique et à la rédaction de manuscrits. ET : Contributions à l'étude clinique et fondamentale et fabrication de fiches cellulaires. MI : Contributions à l'étude clinique, en particulier la réalisation de la méthode d'arthroscopie photoacoustique induite par laser et la vérification des manuscrits. GM : Contributions à l'étude clinique et à la vérification des manuscrits. T. Takagaki : Contributions à l'étude clinique et à la vérification des manuscrits. NK : Contributions à l'étude clinique et à la vérification des manuscrits. MM : Contributions à l'étude clinique et fondamentale et fabrication de fiches cellulaires. T. Takahashi : Contributions à l'étude clinique et fondamentale et fabrication de feuillets cellulaires. EO : Contributions à l'étude clinique et fondamentale et fabrication de fiches cellulaires. AW : Contributions à l'étude clinique et fondamentale et fabrication de fiches cellulaires. YN : Contributions à l'étude clinique et fondamentale et fabrication de fiches cellulaires. RK : Contributions à l'étude clinique et fondamentale et à la fabrication de fiches cellulaires. RM : Contributions aux analyses statistiques et à la relecture des manuscrits. T. Takagi : Contributions à l'étude clinique et à la vérification des manuscrits. HA : Fourniture de cellules allogéniques et contributions à l'étude de base et à la fabrication de feuillets cellulaires. AU : Fournir des cellules allogéniques et des contributions à l'étude fondamentale et à la fabrication de feuilles de cellules. HK : Contributions aux analyses statistiques et à la vérification des manuscrits. TA : Contributions à l'étude clinique et à la vérification des manuscrits. MY : Contributions à la conception expérimentale, à la direction de la technologie des feuilles de cellules et à la vérification des manuscrits. TO : Contributions à la conception expérimentale, à la direction de la technologie des feuilles de cellules et à la vérification des manuscrits. MW : Contributions à l'étude clinique et à la vérification des manuscrits. MS : Garant, contributions à la conception de l'étude clinique, à la conception expérimentale, responsable de tous les éléments in vitro du travail expérimental, fourniture de financement et préparation du manuscrit.

Correspondance à Masato Sato.

Chaque auteur certifie que MS a été impliqué dans les activités financières pertinentes suivantes en dehors de ce travail et/ou d'autres relations ou activités que les lecteurs pourraient percevoir comme ayant influencé ou semblant influencer potentiellement ce manuscrit : feuilles. Les autres auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

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Réimpressions et autorisations

Hamahashi, K., Toyoda, E., Ishihara, M. et al. Transplantation allogénique de feuillets cellulaires de chondrocytes dérivés de la polydactylie avec ostéotomie tibiale haute comme thérapie régénérative pour l'arthrose du genou. npj Regen Med 7, 71 (2022). https://doi.org/10.1038/s41536-022-00272-1

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Reçu : 04 novembre 2021

Accepté : 05 décembre 2022

Publié: 16 décembre 2022

DOI : https://doi.org/10.1038/s41536-022-00272-1

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