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Oct 26, 2023

Évaluation des réponses immunitaires innées et adaptatives précoces au vaccin antituberculeux Mycobacterium bovis BCG et au vaccin candidat BCGΔBCG1419c

Rapports scientifiques volume 12,

Rapports scientifiques volume 12, Numéro d'article : 12377 (2022) Citer cet article

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Le vaccin Mycobacterium bovis Bacillus Calmette-Guérin (BCG) provoque une réponse immunitaire protectrice contre certaines formes de tuberculose (TB) ; cependant, étant donné que l'efficacité du BCG est limitée, il est important d'identifier d'autres candidats vaccins antituberculeux. Récemment, il a été démontré que le mutant de délétion du BCG et le candidat vaccin BCGΔBCG1419c survivent plus longtemps chez les souris BALB/c infectées par voie intraveineuse en raison de la formation accrue de biofilm, et qu'ils protègent mieux les souris BALB/c et C57BL/6 contre la pathologie pulmonaire induite par la tuberculose pendant les stades chroniques de l'infection, par rapport aux témoins BCG. La protection induite par le BCGΔBCG1419c est également associée à des niveaux inférieurs de cytokines pro-inflammatoires (c'est-à-dire IL6, TNFα) au site d'infection chez les souris C57BL/6. Compte tenu des profils immunitaires distincts des souris immunisées par le BCG et le BCGΔBCG1419c au cours de la tuberculose chronique, nous avons cherché à déterminer s'il existe des événements immunologiques précoces qui distinguent ces deux groupes, en utilisant une analyse cytométrique en flux multidimensionnelle des poumons et d'autres tissus peu après l'immunisation. Nos résultats démontrent un certain nombre de différences de réponse innées et adaptatives entre les souris immunisées par le BCG et le BCGΔBCG1419c qui sont compatibles avec le fait que ces dernières sont plus durables et potentiellement moins inflammatoires, y compris des fréquences plus faibles de cellules CD4 + T helper (TH) épuisées et des fréquences plus élevées de cellules T productrices d'IL10, respectivement. Ces études suggèrent que l'utilisation de BCGΔBCG1419c peut être avantageuse en tant que candidat vaccin alternatif contre la tuberculose.

La tuberculose (TB) est l'une des principales causes de décès par maladie infectieuse1. La tuberculose est causée par la transmission aérogénique de Mycobacterium tuberculosis (Mtb), une espèce bactérienne qui infecte les macrophages alvéolaires et peut se disséminer dans les tissus extrapulmonaires par propagation lymphatique ou hématogène2. La tuberculose présente un éventail de manifestations cliniques qui varient en fonction de la réponse de l'hôte, y compris des formes sévères, actives, chroniques, subcliniques et latentes3. L'amélioration des conditions socio-économiques, les pratiques de santé publique et l'utilisation d'un traitement médicamenteux efficace ont réduit les taux mondiaux de tuberculose ; cependant, ces taux n'ont pas atteint l'objectif de l'Organisation mondiale de la santé (OMS) d'inverser l'incidence de la tuberculose d'ici 20154, et ne sont pas en mesure d'atteindre les critères de référence de l'OMS pour mettre fin à l'épidémie de tuberculose d'ici 20305. Pour ces raisons, il est important qu'il existe un vaccin sûr qui favorise efficacement la résistance à la tuberculose.

Le vaccin antituberculeux Bacillus Calmette-Guerin (BCG) est une souche vivante atténuée de Mycobacterium bovis dont la virulence humaine a été atténuée par de multiples passages en culture artificielle. Le BCG est administré dans le monde entier comme vaccin néonatal contre les formes sévères de TB infantile6 ; cependant, l'utilisation du BCG chez les enfants est controversée en raison de son efficacité variable7, ainsi que du nombre d'événements indésirables qui découlent de son immunogénicité précoce8. Au cours des 2 premières semaines suivant la vaccination, presque tous les receveurs du BCG présentent des effets indésirables bénins, allant de la formation de papules au site de vaccination, qui peuvent s'ulcérer ou laisser une cicatrice, au gonflement des ganglions lymphatiques drainants. Les événements indésirables graves comprennent des formes plus prononcées de lésions cutanées (par exemple, le lupus vulgaire BCG), une lymphadénite avec suppuration et une ostéite. En raison du nombre d'événements inflammatoires indésirables qui accompagnent la vaccination par le BCG et de la réticence accrue à la vaccination chez les parents des pays d'endémie tuberculeuse9,10,11,12 qui hésitent à exposer leurs enfants à des vaccins inflammatoires (indépendamment de leur efficacité), il est important d'identifier des candidats vaccins antituberculeux qui, par rapport au BCG, ont une réactogénicité précoce réduite mais une efficacité protectrice comparable ou supérieure contre la tuberculose.

Récemment, il a été démontré que le vaccin candidat BCGΔBCG1419c conférait une protection égale et/ou supérieure contre la tuberculose expérimentale par rapport à sa souche parentale, le BCG Pasteur, dans une variété de modèles murins (BALB/c13,14, C57BL/615,16 et B6D2F1 [C57BL/6J × DBA/2J]13), y compris un modèle BALB/c diabétique de type 217, tandis que chez les cobayes, il était plus efficace que le BCG pour réduire la propagation hématogène 2 mois après l'infection18. Le gène M. bovis BCG1419c code pour une activité phosphodiestérase qui hydrolyse le GMP dimère bis-(3′-5′)-cyclique (c-di-GMP), une molécule qui réduit la motilité bactérienne et augmente la formation de biofilm (les biofilms sont des bactéries sessiles enfermées dans une matrice d'une substance polymère extracellulaire)19. En conséquence de la suppression de BCG1419c, la souche BCGΔBCG1419c a une capacité accrue de production de biofilm et persiste plus longtemps chez les souris immunocompétentes par rapport au BCG Pasteur après une infection intraveineuse20. Il est important de noter que les souris immunisées par BCGΔBCG1419c présentent également moins de pathologie pulmonaire après l'infection par Mtb, par rapport aux souris immunisées par le BCG qui ont ensuite été infectées par Mtb15. Fait intéressant, 60 jours après la vaccination, les souris immunisées par BCGΔBCG1419c ont montré un nombre accru de cellules T CD3 + CD4 + et de cellules T CD3 + CD4 + CD44 + dans BALF obtenu à partir de C57BL / 6 par rapport au BCG16 parental. De plus, dans la rate des souris BALB/c, le BCGΔBCG1419c a augmenté les cellules T CD3+CD4+IFNγ+ et T CD3+CD8+IFNγ+ par rapport au BCG13 parental. De plus, nous avons observé que BCGΔBCG1419c favorise une présence différentielle dans les poumons de lymphocytes T producteurs d'IFNγ et active les macrophages dans un modèle BALB/c de TB13 active et chronique, alors qu'il modifie la présence relative dans les poumons de cellules B, CD8+ et dendritiques, dans un modèle BALB/c de diabète TB de type 217. Toutes ces découvertes montrent que le BCG et le BCGΔBCG1419c affectent la composition relative des cellules immunitaires adaptatives avant et après l'infection dans divers organes et tissus des hôtes vaccinés.

Étant donné que le BCGΔBCG1419c est un vaccin efficace dans plusieurs modèles de tuberculose expérimentale, surpassant le BCG dans la prévention de la tuberculose mesurée en tant que pathologie pulmonaire et se propageant à la rate, nous avons mené une série d'expériences pour déterminer si l'immunogénicité précoce du BCGΔBCG1419c est comparable ou distincte de celle provoquée par le BCG, dont les effets inflammatoires indésirables sont généralement observés dans les 2 à 3 semaines suivant l'immunisation. Plus précisément, nous avons immunisé des souris de type sauvage et une souche transgénique de souris rapporteur IL10 avec BCG ou BCGΔBCG1419c, puis effectué un immunophénotypage approfondi pour identifier de manière exhaustive les événements immunitaires innés et adaptatifs qui se produisent dans les 2 à 3 premières semaines suivant l'immunisation, ainsi que les sources cellulaires d'IL1021,22,23,24. Nos données démontrent des événements immunologiques précoces jusqu'ici inconnus induits par le BCG, ainsi que des différences phénotypiques et fonctionnelles entre les réponses immunitaires induites par le BCG et BCGΔBCG1419c. La pertinence de nos données pour les mécanismes d'immunogénicité précoce du BCG, ainsi que la compréhension de l'efficacité du BCGΔBCG1419c, sont discutées.

Cette étude et ses expériences associées ont été approuvées par le comité institutionnel de biosécurité (IBC) de l'Ohio State University (OSU), ainsi que par le comité institutionnel de protection et d'utilisation des animaux de l'OSU (IACUC). L'étude a été réalisée conformément aux directives institutionnelles pertinentes et est rapportée conformément aux directives ARRIVE (https://arriveguidelines.org).

Des flacons congelés de la souche M. bovis BCG Pasteur (BCG) et de son dérivé isogénique, BCGΔBCG1419c, dépourvu de di-GMP phosphodiestérase cyclique codée par le gène BCG1419c20, ont été reçus de la Colorado State University (Ft. Collins, CO) dans le cadre d'une étude précédente15 et conservés à − 80 °C. Après décongélation, la suspension bactérienne (1 ml) a été transférée dans 9 ml de milieu 7H9 (supplémenté avec OADC, 0, 1% de Tween 80), dans un tube de culture en verre stérile à bouchon vissé de 150 × 25 mm; une très petite barre d'agitation magnétique recouverte de plastique a été ajoutée pour l'aération et l'agitation de la culture. Cette suspension de bactéries/7H9 a été placée sur un agitateur magnétique et cultivée pendant 15 jours à 37 °C 5 % de CO2 (la force magnétique minimale nécessaire pour agiter le barreau d'agitation a été appliquée pendant cette période). Après cette période initiale de 15 jours, 5 ml de la suspension bactéries/7H9 ont été transférés dans 50 ml de milieu synthétique Proskauer Beck (modifié de Youmans et Karlson25, PB : 0,5 % KH2PO4, 0,5 % l-asparagine monohydraté, 0,06 % MgSO4·7H2O, 0,25 % citrate de magnésium, 2 % glycérol, 0,05 % Tween 80) dans une bouteille de culture en verre stérile et cultivée pendant 17 jours supplémentaires à 37 ° C 5 % de CO2 (les cultures ont été doucement secouées à 30 tr/min pendant cette période). À la fin de cette période de 17 jours, BCG et BCGΔBCG1419c ont été aliquotés et rapidement congelés dans des tubes de microcentrifugeuse à bouchon vissé à - 80 ° C. Après 5 jours de congélation à - 80 ° C, des aliquotes individuelles de BCG et BCGΔBCG1419c ont été décongelées et des dilutions en série étalées sur 7H10 (complétées avec OADC, 0, 1% de l-asparagine) et TCA (pour tester la contamination). Les comptages de colonies ont démontré que les aliquotes de BCG et de BCGΔBCG1419c étaient à 5 × 104/mL ; Les plaques de TCA n'ont montré aucune croissance (c'est-à-dire que ni le BCG ni le BCGΔBCG1419c ne contenaient de contaminants).

Les souris C57BL/6 ont été acquises auprès du Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME) ; Des souris rapporteurs IL10 (arrière-plan C57BL/6) ont été généreusement fournies par le Dr Weiguo Cui (Blood Research Institute, Blood Center of Wisconsin, Milwaukee WI)26. Toutes les souris ont été maintenues dans les ressources animales du laboratoire universitaire (ULAR) de l'Ohio State University (OSU) et ont été alimentées en eau stérile et ad libitum. Toutes les méthodes et procédures ont été exécutées conformément aux protocoles et procédures approuvés par le comité de protection et d'utilisation des animaux de l'institution OSU (IACUC).

Le jour de l'immunisation (jour 0), des aliquotes de BCG et de BCGΔBCG1419c ont été décongelées et directement chargées dans des seringues à tuberculine. Les souris ont été immunisées par voie sous-cutanée (sc) à l'arrière de leur cou avec 1 × 104 UFC de BCG ou de BCGΔBCG1419c (c'est-à-dire 200 µL d'une aliquote de 5 × 104 UFC/mL). Au jour 14 après l'immunisation, les ganglions lymphatiques cervicaux et la rate ont été prélevés sur des souris rapporteuses IL10 euthanasiées et utilisés pour une analyse par cytométrie en flux. Au jour 18 après l'immunisation, du sang, de la rate et des poumons ont été prélevés sur des souris C57BL/6 euthanasiées et utilisés pour une analyse par cytométrie en flux. Comme décrit dans nos résultats, notre analyse des souris rapporteurs IL10 a été effectuée avant celle des souris C57BL/6 (jour 14 vs jour 18) pour déterminer si les différences d'expression de l'IL10 précèdent les différences phénotypiques entre les souris C57BL/6 immunisées avec BCG et BCGΔBCG1419c.

Les tissus de la rate et des ganglions lymphatiques ont été doucement pressés à travers un tamis à mailles en utilisant la partie piston d'une seringue de 1 ml. Les poumons ont été traités de manière similaire après le traitement à la collagénase/DNase. Les suspensions cellulaires résultantes ont été transférées dans un tube de 15 mL par filtration à travers un filtre de 100 microns en utilisant un milieu R10 glacé (RPMI 1640 de Gibco® Thermo Fisher, 10 % FBS, 2 mM de l-glutamine, 100 U/mL de pénicilline G, 100 μg/mL de streptomycine). Les tubes ont été centrifugés à 250 xg pendant 7 min à 4 °C. Le culot cellulaire a été remis en suspension avec du milieu R10. Après avoir jeté le surnageant, le culot cellulaire a été lavé à nouveau et incubé avec 1 ml de tampon de lyse RBC à température ambiante. La réaction de lyse des RBC a été arrêtée après 10 min en utilisant 1 mL de milieu R10 et centrifugée à 250 xg pendant 7 min à 4 °C.

Les cellules fraîchement isolées des tissus de la rate, des poumons et du sang ont été transférées dans du milieu R10 préchauffé et lavées. Les cellules ont ensuite été remises en suspension à 1 à 2 millions de cellules par ml dans du milieu R10 et stimulées dans des tubes FAC avec PMA/Ionomycin (concentration finale de 2 μg/mL) en présence de GolgiPlug, à une concentration finale de 10 μg/mL ; (BD Biosciences, San Jose, Californie) pendant 12 h dans un incubateur à 37 °C et 5 % de CO2. A la fin de l'incubation, une procédure de coloration intracellulaire a été effectuée. Les anticorps monoclonaux suivants ont été utilisés : FITC anti-CD3 (clone 17A2), Alexa Fluor 532 anti-CD4 (clone RM4-5), PE anti-CD127 (clone SB/199), PE-eFluor 610 anti-PD1 (clone J43), PE-Cy5 anti-CD11b (clone M1/70), PerCP-Cy5.5 anti-CD44 (clone IM7 ), PerCP-eFluor 710 anti-CXCR5 (clone SPRCL5), PE-Cy7 anti-CD117 (clone 2B8), Alexa Fluor 647 anti-CRTH2 (clone No3m1scz), Alexa Fluor 700 anti-TNFα (clone MP6-XT22), Brilliant Violet 421 anti-CD45 (clone 30-F11), Super Bright 436 anti -CD62L (clone MEL-14), eFluor 450 anti-Granzyme b (clone NGZB), BD Horizon BV480 anti-IFNγ (clone XMG1.2), Brilliant Violet 570 anti-CD8 (clone 53-6.7), Brilliant Violet 605 anti-IL17 (clone TC11-18H10.1), Brilliant Violet 650 anti- Gr1 (clone RB6-8C5), Brilliant Violet 711 anti-CD19 (clone 6D5), Brilliant Violet 750 anti-CD27 (clone LG.3A10), Brilliant Violet 785 anti-NK1.1 (clone PK136). Les échantillons ont été colorés avec Fixability Viability Dye (coloration Aqua Live/Dead) et incubés pendant 15 min. Ensuite, les cellules ont été lavées et suivies de l'ajout d'un cocktail d'anticorps de surface. Après incubation pendant 30 min, les cellules ont été lavées et fixées avec un tampon de fixation (Cat No: 420801 Biolegend) pendant 20 min et perméabilisées avec 1 × Intracellular Staining Permeabilization Wash Buffer (Cat No: 421002 Biolegend). Les quantités recommandées d'anticorps primaires directement conjugués pour la détection des antigènes intracellulaires ont été ajoutées et incubées pendant 25 min à 4 ° C dans l'obscurité. Toutes les étapes de lavage ont été effectuées à 700g pendant 6 min à 4°C. Tous les anticorps ont été préalablement titrés pour déterminer la concentration optimale. Enfin, après avoir lavé et filtré les cellules à travers des tubes FAC coiffés d'une passoire, les échantillons ont été acquis sur un cytomètre en flux Cytek Aurora ou FACS Canto et analysés à l'aide de FlowJo version 10.6.1 (Becton Dickinson, Ashland, OR).

Les figures ont été préparées à l'aide de GraphPad Prism, version 7. Les analyses statistiques ont utilisé le logiciel fourni. Les barres dans les figures indiquent les moyennes plus les écarts-types (SD). Les nombres indiqués entre les points de données représentent les valeurs p pour les comparaisons indiquées sur les figures. Avant d'effectuer des comparaisons statistiques, le test de Shapiro Wilk a été utilisé pour déterminer si la distribution des données était normale. Les comparaisons statistiques impliquant plus de deux groupes expérimentaux ont utilisé l'analyse de la variance (ANOVA). Toutes les autres comparaisons statistiques ont utilisé le test t de Student. Les données présentées dans chaque figure sont représentatives de 3 expériences distinctes, avec au moins 3 souris par groupe expérimental (PBS, BCG, BCGΔBCG1419c).

Pour identifier les premières populations immunitaires innées et adaptatives qui répondent au BCG, ainsi que l'effet de la suppression de BCG1419c sur ces réponses, nous avons immunisé des souris C57BL/6 avec 104 UFC de BCG Pasteur vivant et son dérivé isogénique, BCGΔBCG1419c (Fig. 1A). Les souris immunisées avec du PBS seul ont servi de témoins négatifs. Au jour 18 après la vaccination, plusieurs tissus (sang, rate et poumon) ont été prélevés, transformés en suspensions unicellulaires et analysés par cytométrie en flux multidimensionnelle pour identifier les différences phénotypiques et fonctionnelles entre les sous-ensembles immunitaires innés et adaptatifs (Fig. 1B).

Aperçu de l'expérience. (A) Calendrier de vaccination et (B) stratégie de blocage pour identifier les sous-ensembles innés et adaptatifs.

Pour évaluer de manière exhaustive si la suppression de BCG1419c modifie le paysage immunitaire induit par le BCG chez la souris, un panel de cytométrie en flux à 27 couleurs a été conçu pour caractériser les populations immunitaires pulmonaires et systémiques. Nous avons appliqué la cytométrie en flux conventionnelle et les parcelles de réduction de la dimensionnalité de l'intégration stochastique distribuée (tSNE) des cellules CD45 + de la rate, des poumons et du sang, ce qui a permis l'identification de 19 populations de cellules immunitaires (Fig. 2). L'algorithme de regroupement a permis la définition automatique de 8 métaclusters immunitaires innés dans lesquels l'expression de CD3 et de CD19 était absente (Fig. 2A) et de 11 métaclusters immunitaires adaptatifs dans lesquels l'expression de CD3 et de CD19 était présente (Fig. 2B; les mêmes parcelles tSNE illustrées à la Fig. 2A mais avec la superposition des cellules T et B). Les distinctions entre les distributions des poumons, de la rate et des grappes sanguines peuvent être observées en comparant les rangées supérieure, centrale et inférieure des Fig. 2A, B, ainsi qu'entre le contrôle PBS, les souris immunisées BCG et BCGΔBCG1419c (comparer les colonnes gauche, centrale et droite de la Fig. 2). En ce qui concerne les lignées innées, nous avons observé des réductions de la représentation des cellules NK parmi les cellules CD45 + dans la rate des souris immunisées BCG et BCGΔBCG1419c par rapport aux témoins PBS (Fig. 2A panneau supérieur, points de données rouges), ainsi que les poumons (Fig. 2A panneau central) et le sang (Fig. 2A panneau inférieur). À l'inverse, la représentation des monocytes parmi les CD45 + a augmenté dans le sang après l'immunisation au BCG et au BCGΔBCG1419c par rapport aux témoins PBS (panneau inférieur de la Fig. 2A, points de données bleu clair). En ce qui concerne les lignées adaptatives, l'analyse tSNE a en outre révélé une élévation du groupe de cellules B dans la rate, ainsi que des groupes de cellules T CD4 + et CD8 + élevés dans les poumons du groupe immunisé BCG ou BCGΔBCG1419c (Fig. 2B).

Regroupement basé sur des graphiques de populations immunitaires induites par le PBS, le BCG et le BCGΔBCG1419c visualisées par l'incorporation de voisins stochastiques distribués en T (tSNE). Cartes tSNE représentatives des cellules CD45 + dans le sang (A), la rate (B) et les poumons (C) des souris immunisées BCG et BCGΔBCG1419c. Dans chaque parcelle t-SNE, les grappes sont codées par couleur et se voient attribuer une identification de lignée basée sur les marqueurs pour lesquels sont définis sur la figure 1B.

Alors que l'analyse tSNE permet une visualisation des données de haut niveau, nous avons utilisé l'analyse traditionnelle par cytométrie en flux pour examiner de plus près et quantitativement les populations innées et adaptatives qui étaient différemment affectées par le BCG et le BCGΔBCG1419c. Étant donné que l'analyse tSNE a démontré que les réponses pulmonaires et systémiques à la vaccination étaient distinctes, les différences entre la rate (panneaux de gauche des Figs. 3, 4, 5, 6), les poumons (panneaux centraux des Figs. 3, 4, 5, 6) et le sang (panneaux de droite des Figs. 3, 4, 5, 6) ont été considérées séparément.

Fréquences du sous-ensemble immunitaire inné chez les souris immunisées par le BCG et le BCGΔBCG1419c. Les fréquences des sous-ensembles immunitaires innés (c. colonne), les poumons (colonne du milieu) et le sang (colonne de droite), isolés des cellules CD45+ vivantes. Les ILC ont été déconnectés de CD3-CD19-CD127+, et différents sous-ensembles ont été déterminés selon l'expression de CRTH2 vs cKit : ILC1, CRTH2-cKit- ; ILC2, CRTH2+cKit+/− ; ILC3, CRTH-cKit+. Les cases représentent les données de 3 souris par groupe ; les astérisques représentent une différence statistiquement significative entre les lignes indiquées (*p ≤ 0,05 ; **p ≤ 0,005 ; ***p ≤ 0,0005).

Fréquences du sous-ensemble immunitaire adaptatif chez les souris immunisées par le BCG et le BCGΔBCG1419c. Les fréquences des sous-ensembles immunitaires adaptatifs (c. Cellules CD45+. Les cases représentent les données de 3 souris par groupe ; les astérisques représentent une différence statistiquement significative entre les lignes indiquées (*p ≤ 0,05 ; **p ≤ 0,005 ; ***p ≤ 0,0005).

Fréquences des sous-ensembles de lymphocytes T CD4 + chez les souris immunisées par le BCG et le BCGΔBCG1419c. Les fréquences des sous-ensembles de lymphocytes T CD4 (TH) chez les souris immunisées par BCG et BCGΔBCG1419c, ainsi que chez les témoins PBS, ont été mesurées dans la rate, les poumons et le sang, en fonction de leur expression de CD62L, CD44, PD1 et CXCR5 (naïf, CD62LHICD44LO ; effecteur, CD62LLOCD44HI ; mémoire, CD62LHICD44HI ; épuisé, PD1+ ; fo lliculaire, CXCR5+PD1+). Les fréquences des cellules TH naïves (A), des cellules TH effectrices (B), des cellules TH mémoire (C), des cellules TH épuisées (D) et des cellules TH folliculaires (E) dans la rate (colonne de gauche), les poumons (colonne du milieu) et le sang (colonne de droite), comme fermées de cellules CD45 + vivantes. Les cases représentent les données de 3 souris par groupe ; les astérisques représentent une différence statistiquement significative entre les lignes indiquées (*p ≤ 0,05 ; **p ≤ 0,005 ; ***p ≤ 0,0005).

Fréquences du sous-ensemble de lymphocytes T CD8 + chez les souris immunisées par le BCG et le BCGΔBCG1419c. Les fréquences des sous-ensembles de cellules T CD8 (TC) chez les souris immunisées avec BCG et BCGΔBCG1419c, ainsi que les témoins PBS, ont été mesurées dans la rate, les poumons et le sang, en fonction de leur expression de CD62L et CD44 (naïf, CD62LHICD44LO ; effecteur, CD62LLOCD44HI ; mémoire, CD62LHICD44HI ; épuisé, PD1+). Les fréquences des cellules TC naïves (A), (B) des cellules TC effectrices, des cellules TC mémoire (C) et des cellules TC épuisées (D) dans la rate (colonne de gauche), les poumons (colonne du milieu) et le sang (colonne de droite), comme fermées de cellules CD45 + vivantes. Les cases représentent les données de 3 souris par groupe ; les astérisques représentent une différence statistiquement significative entre les lignes indiquées (*p ≤ 0,05 ; **p ≤ 0,005 ; ***p ≤ 0,0005).

Parmi les lignées innées (ILC3, ILC1, cellules NK, monocytes et cellules Gr1), presque toutes ont changé en réponse à l'immunisation par le BCG et/ou le BCGΔBCG1419c, le degré de variation entre la rate, les poumons et le sang (Fig. 3). Dans tous les tissus, les fréquences des cellules NK ont diminué après l'immunisation par le BCG ou le BCGΔ1419c (Fig. 3C), tandis que les fréquences ILC1 sont restées inchangées (Fig. 3B). D'autres changements étaient spécifiques aux tissus: alors que les fréquences des ILC3 de la rate, des monocytes et des cellules Gr1 n'étaient pas affectées par l'immunisation, leurs fréquences étaient diminuées dans les poumons des animaux immunisés par le BCG ou le BCGΔBCG1419c (Figs. 3A, D, E). Les seules fréquences innées qui ont été positivement affectées par l'immunisation étaient les monocytes sanguins chez les animaux immunisés au BCGΔBCG1419c (Fig. 3D) et les cellules sanguines Gr1 chez les animaux immunisés au BCG (Fig. 3E). Collectivement, ces données démontrent que l'immunisation par le BCG et le BCGΔBCG1419c ont chacun des effets généralement négatifs sur la fréquence cellulaire innée dans la rate et les poumons, mais des effets uniques sur les fréquences des monocytes et des cellules Gr1 dans le sang.

Les lymphocytes T αβ conventionnels sont essentiels pour l'efficacité à long terme de la vaccination par le BCG27,28, et bien que les lymphocytes B aient toujours été considérés comme indispensables pour l'efficacité du BCG, leur présence peut façonner la réponse des lymphocytes T d'une manière indépendante des anticorps29,30. Les fréquences des lymphocytes T CD4 + et CD8 + pulmonaires ont augmenté chez les animaux immunisés avec le BCG et le BCGΔBCG1419c, avec des déclins correspondants dans la rate et le sang (probablement une conséquence de la redistribution des lymphocytes T à partir de la circulation) (Fig. 4A, B); la capacité du BCG administré par voie sous-cutanée à augmenter le nombre de lymphocytes T pulmonaires a déjà été rapportée31. La réponse des lymphocytes B à l'immunisation était également spécifique au tissu : bien qu'aucune différence n'ait été observée dans les poumons ou le sang entre les groupes, une augmentation de la fréquence des lymphocytes B a été observée dans la rate des BCG et BCGΔBCG1419c -immunisés par rapport aux témoins PBS (Fig. 4C). Collectivement, ces données démontrent que l'immunisation par le BCG et le BCGΔBCG1419c provoque des augmentations similaires des fréquences des lymphocytes T pulmonaires et des lymphocytes B de la rate.

Un élément important de l'immunité médiée par le BCG est la capacité des lymphocytes T à développer la mémoire. Contrairement à d'autres modèles d'infection pulmonaire, l'immunité médiée par le BCG réside dans les cellules T qui maintiennent un phénotype de surface naïf et inexpérimenté en antigène31. Montré dans les Fig. 5, 6, respectivement, sont les fréquences des lymphocytes T CD4 et CD8 qui présentent un phénotype de surface naïf (CD62LHICD44LO), effecteur (CD62LLOCD44HI) et mémoire centrale (CD62LHICD44HI). La fréquence des cellules TH folliculaires (c'est-à-dire des cellules Tfh) a également été examinée.

Par rapport aux témoins PBS, des proportions plus élevées de lymphocytes T CD4 pulmonaires chez les souris immunisées avec le BCG et le BCGΔBCG1419c exprimaient soit un phénotype de surface naïf (Fig. 5A), soit un phénotype de surface mémoire (Fig. 5C), avec des baisses correspondantes de la rate et du sang. Le BCG et le BCGΔBCG1419c ont tous deux provoqué des baisses significatives des fréquences des lymphocytes TH effecteurs sanguins (Fig. 5B) et de la rate Tfh (Fig. 5E); cependant et de manière intéressante, le BCG et le BCGΔBCG1419c ont eu des effets différents sur la proportion d'effecteurs pulmonaires et de cellules TH épuisées : alors que seul le BCGΔBCG1419c a provoqué une baisse significative des fréquences des cellules TH effectrices pulmonaires (Fig. 5B), seul le BCG a provoqué une augmentation significative des fréquences des cellules TH pulmonaires épuisées (Fig. 5D). Des schémas similaires ont été observés dans le compartiment des lymphocytes T CD8 (TC) : dans le compartiment pulmonaire, le BCG et le BCGΔBCG1419c ont tous deux provoqué une augmentation de la fréquence des lymphocytes T CD8 avec un phénotype de surface naïf (et une diminution correspondante dans la rate), ainsi que des diminutions des fréquences effectrices des CD8 dans les poumons et le sang (Fig. 6). Collectivement, ces données démontrent que si le BCG et le BCGΔBCG1419c provoquent des augmentations de la proportion de lymphocytes T connus pour conserver la mémoire, les lymphocytes T induits par le BCG étaient plus susceptibles d'avoir un phénotype épuisé et les lymphocytes T induits par le BCGΔBCG1419c étaient moins susceptibles d'avoir un phénotype effecteur.

Bien qu'il n'y ait pas de corrélat de cytokine universellement accepté de la protection induite par le BCG contre l'infection à M. tuberculosis32, la capacité des lymphocytes à sécréter l'IFNγ, l'IL17 et le TNFα peut contribuer à l'efficacité du vaccin BCG33. Pour comparer le profil précoce des cytokines des lymphocytes induits par le BCG et le BCGΔBCG1419c, les mêmes préparations cellulaires utilisées pour l'analyse du phénotype de surface (Figs. 2, 3, 4, 5, 6) ont été stimulées avec un immunogène polyclonal (PMA/Ionomycine) et ensuite utilisées pour la coloration intracellulaire des cytokines (ICS) de la cellule NK (Fig. 7), des cellules CD4 T (Fig. 8) et CD8 T cellules (Fig. 9) compartiments lymphocytaires. Les résultats pour chaque compartiment sont décrits ci-dessous.

Production de cytokines des cellules NK chez des souris immunisées par BCG et BCGΔBCG1419c. Des souris C57BL/6 ont été immunisées par voie sous-cutanée avec 104 UFC de BCG ou de BCGΔBCG1419c, ou de PBS comme contrôle ; 18 jours plus tard, des cellules mononucléaires de la rate, des poumons et du sang ont été préparées et utilisées pour la coloration des cytokines intracellulaires, après stimulation avec PMA/Ionomycin. Sont illustrés (A) la coloration IFNγ représentative et (B) la coloration TNFα représentative des cellules mononucléaires non stimulées et stimulées, fermées par les cellules NK; (C) Analyse Spice des cellules NK positives simples (IFNγ+ et TNFα+) et double positives (IFNγ+TNFα+) dans la rate, les poumons et le sang.

Production de cytokines des lymphocytes T CD4 chez des souris immunisées par le BCG et le BCGΔBCG1419c. Des souris C57BL/6 ont été immunisées par voie sous-cutanée avec 104 UFC de BCG ou de BCGΔBCG1419c, ou de PBS comme contrôle ; 18 jours plus tard, des cellules mononucléaires de la rate, des poumons et du sang ont été préparées et utilisées pour la coloration des cytokines intracellulaires, après stimulation avec PMA/Ionomycin. Sont illustrés (A) la coloration IFNγ représentative, la coloration TNFα représentative (B) et la coloration IL17 représentative (C) des cellules mononucléaires non stimulées et stimulées, fermées par les cellules T CD4; (D) Analyse d'épice de cellules T CD4 positives simples (IFNγ+, TNFα+, IL17+), double positives (IFNγ+IL17+, IFNγ+TNFα+, IL17+TNFα+) et triple positives (IFNγ+, TNFα+, IL17+) dans la rate, les poumons et le sang.

Production de cytokines des lymphocytes T CD8 chez des souris immunisées par le BCG et le BCGΔBCG1419c. Des souris C57BL/6 ont été immunisées par voie sous-cutanée avec 104 UFC de BCG ou de BCGΔBCG1419c, ou de PBS comme contrôle ; 18 jours plus tard, des cellules mononucléaires de la rate, des poumons et du sang ont été préparées et utilisées pour la coloration des cytokines intracellulaires, après stimulation avec PMA/Ionomycine. Sont illustrés (A) la coloration IFNγ représentative et (B) la coloration TNFα représentative des cellules mononucléaires non stimulées et stimulées, bloquées par les cellules T CD8 ; (C) Analyse Spice des lymphocytes T CD8 positifs simples (IFNγ+ et TNFα+) et doublement positifs (IFNγ+TNFα+) dans la rate, les poumons et le sang.

Les fréquences des cellules NK diminuent après l'immunisation par le BCG ou le BCGΔBCG1419c (Fig. 3C); néanmoins, le profil des cytokines de celles qui restent est distinct de celui des témoins PBS, dans la mesure où il y a une expansion des cellules IFNγ + TNFα + NK dans la rate, les poumons et le sang des souris immunisées par BCG et BCGΔBCG1419c (Fig. 7). Les souris immunisées par le BCGΔBCG1419c avaient plus de cellules IFNγ + simples et les souris immunisées par le BCG avaient plus de cellules doubles IFNγ + TNFα + dans les poumons, tandis que le BCG induisait une proportion plus élevée de cellules IFNγ + simples et BCGΔBCG1419c une présence plus équilibrée de cellules IFNγ + simples, TNFα + et doubles IFNγ + TNFα + dans le sang.

Les figures 8A à C illustrent nos profils de déclenchement pour identifier et dénombrer les cellules TH capables de sécréter de l'IFNγ (Fig. 8A), de l'IL17 (Fig. 8B) et du TNFα (Fig. 8C) en réponse à une stimulation polyclonale. Sur la base de ces données de cytométrie en flux, nous avons pu distinguer 7 cellules TH productrices de cytokines : celles qui étaient positives simples pour une cytokine individuelle (c'est-à-dire IFNγ+, IL17+ ou TNFα+), double positives pour deux cytokines (IFNγ+IL17+, IFNγ+TNFα+, IL17+TNFα+) ou triple positives pour les trois cytokines (IFNγ+IL17+TNFα+). ). La proportion relative de chaque sous-ensemble parmi les cellules TH CD4+ productrices de cytokines est représentée sur la figure 8D pour la rate, les poumons et le sang de chaque groupe expérimental. Au départ (c'est-à-dire chez les souris témoins PBS), les cellules TH productrices de cytokines dans tous les tissus étaient principalement TNFα +, avec des différences spécifiques aux tissus dans lesquelles les sous-ensembles étaient d'abondance secondaire (rate: IFNγ + TNFα +; poumon et sang: IFNγ +). Dans la rate, l'immunisation par le BCG a élargi la représentation des cellules IFNγ+IL17+TNFα+ ; il est intéressant de noter que l'expansion de IFNy + IL17 + TNFa + n'était pas aussi importante chez les animaux immunisés avec BCGΔBCG1419c et s'accompagnait d'une contraction de IFNy + TNFa + (Fig. 8D rangée supérieure). Une contraction similaire des cellules IFNγ + TNFα + TH a été observée dans le sang par rapport aux animaux immunisés par le BCG (Fig. 8D rangée du bas). Dans les poumons, le BCG et le BCGΔBCG1419c ont entraîné de manière similaire une expansion de l'IFNγ+IL17+TNFα+ et de l'IFNγ+TNFα+, et une contraction de l'IFNγ+. Des cellules IL17 + TNFα + sont également apparues dans les poumons BCG et BCGΔBCG1419c par rapport au PBS. Collectivement, notre analyse des profils de cytokines des cellules TH suggère que l'induction de populations systémiques IFNγ + IL17 + TNFα + et IFNγ + TNFα + était moins robuste chez les animaux immunisés avec BCGΔBCG1419c, par rapport aux animaux immunisés avec le BCG, mais dans les poumons, les animaux immunisés avec BCGΔBCG1419c ont augmenté la présence de populations IFNγ + IL17 + et IFNγ + TNFα + que B CG ; cependant, aucune des tendances ci-dessus n'était statistiquement significative.

Les figures 9A, B illustrent nos profils de déclenchement pour identifier et dénombrer les cellules TC capables de sécréter de l'IFNγ (Fig. 9A) et du TNFα (Fig. 9B) en réponse à une stimulation polyclonale ; contrairement aux lymphocytes T CD4, aucun lymphocyte T CD8 exprimant IL17 n'a été détecté. Dans les témoins PBS, les cellules T CD8 productrices de cytokines dans la rate étaient principalement TNFα + et secondairement IFNγ +; en réponse à l'immunisation par le BCG et le BCGΔBCG1419c, la proportion de lymphocytes T CD8 qui étaient TNFα + s'est encore accrue parallèlement à l'IFNγ + TNFα, aux dépens des lymphocytes T IFNγ + CD8. Des expansions similaires des cellules TNFα+ et IFNγ+ TNFα+ (et des contractions associées des lymphocytes T IFNγ+ CD8) ont été observées dans les poumons et le sang des animaux immunisés avec le BCG et le BCGΔBCG1419c. Semblable à ce que nous avons observé pour les cellules NK, les souris immunisées par BCGΔBCG1419c avaient plus de cellules IFNγ + simples et les souris immunisées par le BCG avaient plus de cellules doubles IFNγ + TNFα + dans les poumons; cependant, comme avec les cellules TH, aucune des différences ci-dessus entre les animaux immunisés avec le BCG et le BCGABCG1419c n'était statistiquement significative.

L'IL10 supprime la différenciation TH1/TH17 après immunisation par le BCG34. Au jour 18 après l'immunisation, le BCGΔBCG1419c avait tendance (quoique de manière insignifiante) à susciter moins de cellules TH productrices d'IFNγ et d'IL17 (Fig. 8D), ainsi qu'à s'éloigner davantage du phénotype TH "effecteur" plus pro-inflammatoire (Fig. 5B); par conséquent, nous avons prédit que les souris immunisées par le BCGΔBCG1419c auraient - par rapport aux souris immunisées par le BCG - des fréquences plus élevées de cellules systémiques productrices d'IL10 avant le jour 18. Pour tester cette prédiction, nous avons immunisé des souris VertX transgéniques qui expriment la surface Thy1.1 en même temps que l'expression de l'IL10, permettant l'identification des cellules productrices d'IL10 par coloration par cytométrie en flux avec anti-Thy1.1 (Fig. 10A). Des souris VertX ont été immunisées avec BCG ou BCGΔBCG1419c d'une manière identique à celle utilisée pour les souris C57BL/6 ; la rate a été prélevée 14 jours après l'immunisation. Les résultats de cette étude sont présentés à la Fig. 10 et démontrent que BCGΔBCG1419c suscite des fréquences plus élevées de cellules IL10+ dans la rate (Fig. 10B), et qu'une plus grande proportion de ces cellules IL10+ étaient des lymphocytes T CD4+ et des lymphocytes T CD8+ (Fig. 10C). Dans l'ensemble, ces données démontrent que le BCGΔBCG1419c provoque des fréquences plus élevées de lymphocytes T producteurs d'IL10, ce qui peut expliquer une réponse inflammatoire moindre des animaux immunisés par le BCGΔBCG1419c par rapport aux animaux immunisés par le BCG de type sauvage.

L'immunisation par BCGΔBCG1419c induit une fréquence plus élevée de lymphocytes T producteurs d'IL10. Des souris rapporteurs IL10 ont été immunisées par voie sc avec 104 UFC de BCG ou BCGΔBCG1419c ; 14 jours plus tard, les splénocytes de chaque groupe ont été colorés pour Thy1.1 (le transgène rapporteur de la production d'IL10) et les marqueurs de lymphocytes T CD4 et CD8. Sont illustrés (A) la dispersion latérale représentative (SSC) et la coloration Thy1.1 de souris immunisées par le BCG, (B) la fréquence des splénocytes IL10+ chez les souris immunisées par le BCG et le BCGΔBCG1419c (moyenne + SD ; 3 souris par groupe), et (C) la proportion relative de cellules IL10+ qui sont des cellules T CD4, des cellules T CD8 ou des cellules non-T. Les astérisques représentent une différence statistiquement significative entre la comparaison indiquée (*p ≤ 0,05).

Le BCG a été développé comme vaccin contre la tuberculose au début des années 1900 par Calmette et Guerin, après des passages en série de M. bovis pendant onze ans (~ 230 passages) sur des tranches de pomme de terre imbibées de bile35. Par rapport à M. bovis, la souche résultante (c'est-à-dire le BCG) était avirulente chez plusieurs espèces animales et incapable de provoquer la tuberculose. Nous savons maintenant que cette atténuation provient en partie de la perte de trois régions génomiques de différence (RD1, RD2 et RD3) qui codent pour un certain nombre de facteurs de virulence (par exemple ESX)36. Malgré plusieurs démarrages et arrêts dus à des problèmes de sécurité, les essais sur le BCG humain ont avancé dans un certain nombre de pays (Royaume-Uni, États-Unis, Inde) avec des conclusions divergentes concernant son efficacité protectrice, qui varie de 0 à 80 % selon les études37. Encore sujet à débat, les raisons de l'efficacité variable du BCG selon les pays et les populations incluent les différentes méthodes de préparation, la dérive génétique dans le temps et les mycobactéries environnementales qui elles-mêmes confèrent une certaine protection contre la tuberculose et masquent ainsi tout effet du BCG38. Indépendamment de la ou des raisons, il existe un consensus quasi universel sur le fait que malgré le succès du BCG, un vaccin antituberculeux plus efficace est nécessaire pour répondre aux critères de référence de l'OMS en matière de réduction de la prévalence de la tuberculose5. En partie à cause du manque d'efficacité totale du BCG actuel, on estime que 2 milliards de personnes sont porteuses d'une infection latente à M. tuberculosis (LTBI). Il a été estimé que d'ici 2050, jusqu'à 75 % des nouveaux cas de tuberculose seront dus à la réactivation de l'ITL, plutôt qu'à de nouvelles infections, en Chine, l'un des pays avec le plus grand nombre de cas de tuberculose (y compris la tuberculose multirésistante)39. En fait, un modèle qui comprend des données provenant de la Chine, de l'Afrique du Sud et de l'Inde a suggéré que les vaccins prévenant la maladie dans les populations infectées par M. tuberculosis auraient le plus grand impact d'ici 2050 (10 ans, efficacité de 70 % contre la maladie, réduction du taux d'incidence de 51 %, 52 % et 54 % en Chine, en Afrique du Sud et en Inde, respectivement)40.

Comme de nombreuses espèces mycobactériennes, le BCG est capable de former des biofilms qui ont un impact sur le comportement in vitro et la persistance in vivo. Les biofilms comprennent une communauté de bactéries entourées d'une matrice extracellulaire produite par les espèces constitutives, sont généralement plus résistantes aux stress environnementaux et permettent la persistance dans les réservoirs environnementaux et les biomatériaux41. In vitro, la formation de biofilms de mycobactéries se manifeste sous forme de pellicules à l'interface média-air42,43, qui dans le BCG suivent un programme génétique défini44. Les pellicules ont un profil transcriptionnel altéré par rapport aux bactéries planctoniques et sont enrichies en cellules résistantes aux antibiotiques ou persistantes45,46,47. La contribution in vivo de la formation de biofilms de mycobactéries aux maladies pulmonaires est souvent un sujet de débat car leur présence n'est pas évidente lors de l'examen histopathologique des poumons infectés (par exemple par coloration acido-résistante), et la pathogenèse mycobactérienne implique la survie intracellulaire dans les phagocytes alvéolaires (au moins pendant les premières phases de la maladie) plutôt que la survie extracellulaire sur les surfaces des voies respiratoires, ce qui est plus typique de Pseudomonas aeruginosa et d'autres agents pathogènes canoniques formant des biofilms. Cela dit, les mycobactéries qui sont déficientes en formation de biofilm - en raison de manipulations génétiques ou de variations naturelles - présentent généralement une virulence atténuée et provoquent différentes réponses inflammatoires lors de modèles d'infection in vivo42,48. Notre compréhension de la relation entre la formation de biofilm et la pathogenèse mycobactérienne est donc loin d'être complète.

La souche BCGΔBCG1419c a été générée en partie pour tester la relation entre la capacité du BCG à former des biofilms et son efficacité vaccinale20. Le gène BCG1419c code pour une di-GMP phosphodiestérase cyclique (PDE) qui fonctionne normalement pour hydrolyser le GMP dimère bis-(3′-5′)-cyclique (c-di-GMP), un second messager qui favorise la phase de biofilm de la croissance bactérienne49. En l'absence de BCG1419c, le mutant de délétion BCGΔBCG1419c présente une morphologie de colonie altérée, une production de biofilm plus élevée et une survie prolongée dans les poumons et la rate de souris immunocompétentes, par rapport au BCG parental ou aux mutants complémentés20 lorsqu'il est utilisé pour l'infection intraveineuse de souris BALB/c. Par rapport aux témoins immunisés par le BCG et à 6 mois après la provocation par Mtb, les personnes immunisées avec le BCGΔBCG1419c présentent également des scores histopathologiques pulmonaires significativement réduits, ainsi que des niveaux réduits de protéines pulmonaires IL6 et TNFα15. Étant donné que l'IL-6 et le TNF-α peuvent contribuer à la pathologie pulmonaire dans les contextes de maladies chroniques, ces données impliquent une hydrolyse dépendante du BCG1419c du c-di-GMP dans le conditionnement de la réponse TB à long terme des animaux vaccinés. Il est important de noter que le second messager bactérien c-di-GMP est un ligand de la voie de signalisation du stimulateur des gènes de l'interféron (IFN) (STING) via la cascade du facteur régulateur 3 (IRF3) de la kinase de liaison au réservoir (TBK1), qui entraîne la production de cytokines médiées par l'IFN et le NF-κB de type I50,51. Ces agonistes de STING ont montré une utilisation potentielle en tant que nouveaux adjuvants de vaccins, comme en témoignent leurs propriétés immunostimulatrices, en raison de leur capacité à augmenter les réponses humorales et des lymphocytes T spécifiques de l'antigène52,53. En raison de la suppression du gène codant pour la phosphodiestérase c-di-GMP BCG1419c54,55, nous nous attendons à ce que le vaccin candidat BCGΔBCG1419c produise plus de c-di-GMP, modulant ainsi la réponse IFN de type I pour éventuellement augmenter son efficacité contre la tuberculose. De plus, BCGΔBCG1419c possède un répertoire protéomique modifié par rapport au BCG parental, y compris des changements dans les protéines antigéniques cellulaires et sécrétées54 qui pourraient également conduire à une réponse immunitaire différentielle qui a finalement un impact positif sur la protection contre la tuberculose pulmonaire.

Étant donné que les souris immunisées par BCGΔBCG1419c ont moins de pathologie pulmonaire après une provocation à la tuberculose, ce qui suggère une amélioration pour prévenir la maladie, nous avons entrepris l'étude ci-dessus pour déterminer s'il existe des événements immunologiques précoces qui coïncident avec ses effets à long terme. Nos résultats démontrent que s'il existe de nombreuses similitudes dans la réponse innée et adaptative précoce au BCG et au BCGΔBCG1419c, il existe également des différences notables dans les compartiments inné et adaptatif. Parmi les lignées innées, alors que le BCG et le BCGΔBCG1419c ont provoqué de fortes réductions de la fréquence des cellules NK dans tous les tissus examinés (Fig. 3C), seul le BCGΔBCG1419c a provoqué des augmentations significatives des monocytes circulants (Fig. 3D) et des réductions des cellules pulmonaires Gr1 (Fig. 3E). Parmi les lignées adaptatives, le BCG et le BCGΔBCG1419c ont provoqué des augmentations significatives des fréquences des lymphocytes T CD4 + pulmonaires (Fig. 4A), ceux induits par le BCG étaient plus susceptibles de présenter un phénotype épuisé par rapport à ceux induits par le BCGΔBCG1419c (Fig. 5D). Les lymphocytes T CD4 induits par BCGΔBCG1419c étaient également moins susceptibles de présenter un phénotype effecteur pro-inflammatoire (Fig. 5B). Il est important de noter que la réponse des lymphocytes T CD4 et CD8 induite par le BCGΔBCG1419c était également plus susceptible de contenir des cellules productrices d'IL10 (Fig. 10C), ce qui peut sous-tendre la nature moins inflammatoire du BCGΔBCG1419c au cours des stades de la tuberculose chronique puisque l'IL10 supprime via la présentation de l'antigène, via la rétention des complexes mycobactériens peptide:MHC-II dans les fractions endosomales (loin de la surface cellulaire)56 et/ou régulation négative de l'expression de la molécule co-stimulatrice57,58. Nous avons montré que BCGΔBCG1419c produisait moins d'antigène DnaK, HbhA, PstS2, 35KDa et AcpM (une protéine impliquée dans la synthèse des acides mycoliques) dans les cultures de biofilm par rapport au BCG14 parental, contribuant peut-être à sa nature moins inflammatoire. Reste à déterminer si la réponse immunitaire déclenchée par BCGΔBCG1419c diffère de celle déclenchée par le BCG en raison soit d'une présentation prolongée de l'antigène, soit de profils lipidiques altérés, qui contribuent à l'immunogénicité des mycobactéries59.

Comme pour toute réponse inflammatoire induite par des bactéries, l'hôte immunisé par le BCG doit équilibrer la génération d'une immunité robuste avec le potentiel d'effets néfastes non spécifiques d'une production excessive de cytokines. Ici, nous avons utilisé le modèle de souris pour démontrer que les événements immunologiques précoces associés à l'immunisation BCGΔBCG1419c sont moins inflammatoires par rapport au BCG. Ceci est important car l'efficacité de BCGΔBCG1419c dans le contrôle de la réplication de M. tuberculosis dans les poumons est comparable ou supérieure à celle du BCG, et plus protectrice contre l'immunopathologie associée à la tuberculose chez la souris. Compte tenu de la réactogénicité du BCG chez les personnes immunisées, qui se manifeste généralement par de la fièvre, des maux de tête et des ganglions lymphatiques enflés, le profil immunologique unique du BCGΔBCG1419c peut s'avérer important dans les régions d'endémie tuberculeuse où les parents de jeunes enfants hésitent de plus en plus à administrer un vaccin inflammatoire, quelle que soit l'efficacité du vaccin9,10,11,12.

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Ce travail a été soutenu par l'Ohio State University (OSU), les National Institutes of Health (R01 AI134972 à KJO ; K22 AI127072 à NPML ; R01 AI121212 à RTR) et CONACYT Grant 86396 (à MAFV et MJAS) a permis la construction de la souche BCGΔBCG1419c.

Département d'infection microbienne et d'immunité, Université d'État de l'Ohio, Columbus, OH, États-Unis

Manuja Gunasena, Rajni Kant Shukla, Naiquan Yao, Oscar Rosas Mejia, Michael D. Powell, Kenneth J. Oestreich, Namal PM Liyanage et Richard T. Robinson

Université agricole de Jilin, Changchun, Jilin, Chine

Naiquan Yao

Biotechnologie médicale et pharmaceutique, Centre de recherche et d'assistance en technologie et conception de l'État de Jalisco, Av. Normalistas 800, Col. Colinas de la Normal, 44270, Guadalajara, Mexique

Michel de Jesus Aceves-Sanchez & Mario Alberto Flores-Valdez

Département des biosciences vétérinaires, Université d'État de l'Ohio, Columbus, OH, États-Unis

Namal PM Liyanage

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Tous les auteurs ont participé à la réalisation, à l'analyse et à la description des expériences, du manuscrit et des figures associées.

Correspondance à Mario Alberto Flores-Valdez, Namal PM Liyanage ou Richard T. Robinson.

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

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Réimpressions et autorisations

Gunasena, M., Shukla, RK, Yao, N. et al. Évaluation des réponses immunitaires innées et adaptatives précoces au vaccin antituberculeux Mycobacterium bovis BCG et au vaccin candidat BCGΔBCG1419c. Sci Rep 12, 12377 (2022). https://doi.org/10.1038/s41598-022-14935-y

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Reçu : 29 octobre 2021

Accepté : 03 mai 2022

Publié: 20 juillet 2022

DOI : https://doi.org/10.1038/s41598-022-14935-y

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